УДК 581.1
ФУНКЦИОНАЛЬНАЯ РОЛЬ ОКСИДA АЗОТА У РАСТЕНИЙ
© 2010 г. Ю. А. Красиленко, А. И. Емец, Я. Б. Блюм
Государственное учреждение "Институт пищевой биотехнологии и геномики Национальной академии наук Украины", Киев
Поступила в редакцию 31.08.2009 г.

В обзоре рассмотрено участие оксида азота (NO) в регуляции основных физиологических процессов, лежащих в основе роста, развития и старения, а также источники, прямые и непрямые механизмы сигналинга NO у растений. Особое внимание уделено роли этого вторичного посредника в обеспечении реакции растений на различные абиотические стрессовые факторы: механическое повреждение, засоление, засуху, УФ-облучение, высокие и низкие температуры, озонирование, гипоксию, влияние тяжелых металлов и гербицидов. Описано значение NO для реализации реакции гиперчувствительности и системного ответа при инвазионном заражении патогенами.

    Ключевые слова: растения - оксид азота - источники синтеза - сигнальные механизмы - рост - развитие - старение - абиотические стрессовые факторы - биотические стрессовые факторы

---------------------------------------------
Адрес для корреспонденции: Блюм Ярослав Борисович. Украина, 04123 Киев-123, ул. Осиповского, 2а. Факс: +38 (044) 434-37-77; электронная почта: cellbio@cellbio.freenet.viaduk.net


ВВЕДЕНИЕ

Со времени описания Джозефом Пристли в 1772 г. oксид азота (II) - NO считался исключительно высокотоксичным соединением, являясь компонентом выхлопных газов и отходов промышленности. Однако в конце 1980-х гг. благодаря открытию сигнальной роли NO в регуляции активности сердечно-сосудистой системы Е. Фуршготом, Л.Дж. Игнарро и Ф. Мурадом (лауреаты Нобелевской премии 1998 г. в области физиологии и медицины) произошла смена парадигмы относительно цитотоксичности соединений свободнорадикальной природы. Признание физиологической роли NO стало революционным событием не только для медицины, что привело к появлению фармакологических препаратов, обладающих направленным терапевтическим воздействием в силу своего влияния на различные звенья сигнальных путей оксида азота, но и для биологии в целом. В последнее десятилетие стало очевидным, что NO является универсальной сигнальной молекулой у представителей филогенетически отдаленных видов живой природы, однако его присутствие в живых клетках впервые было описано у растений [1]. Особое внимание изучению NO в биологии растений стало уделяться после того, как было обнаружено, что газообразный оксид азота принимает участие в процессах старения и защиты растений при инвазионном заражении патогенами [2, 3]. Физиологические функции NO были сначала изучены на примере клеток животных. Для растений его значение также велико: NO вовлечен в регуляцию клеточного цикла, процессов дифференциации и морфогенеза, в частности, цветения и корнеобразования, кроме того, NO способствует адаптационной пластичности при заражении патогенами, обеспечивает реакцию гиперчувствительности и приобретенный системный ответ, повышает устойчивость к абиотическим стрессам, оказывая антиоксидантное действие [4, 5].
NO является электронейтральным липофильным газом, умеренно растворимым в воде, время полужизни которого в биологических тканях зависит от локальной концентрации его потенциальных мишеней (белков, гемопротеинов, связанных ионов железа и меди, цистеина, аскорбиновой кислоты, кислорода и пероксида водорода) и обычно составляет 3(5 с, однако некоторые авторы "продлевают" его до 15 с [6]. В клетках NO может существовать в виде трех взаимопереходящих соединений: свободнорадикального оксида азота (NO(), катиона нитрозония (NO() и аниона нитроксила (NO() [4]. Малый размер и электронейтральность определяют способность NO к перенесению межклеточного сигнала, а дальний транспорт его в растительной клетке обеспечивается S-нитрозоглутатионом (GSNO) посредством S-на-N- и S-на-S-транснитрозилирования в тиоловых группах белков [7]. Оксиду азота свойственны реакции нитрования (присоединение нитрила), нитрозилирования (присоединение остатка нитрозила от NO+ к амиду, тиолу или гидроксильной ароматической группе), нитрозования (присоединение свободного радикала NO() с образованием связей C-N, N-N, S-N и O-N, а также окисления (самоокисление и образование пероксинитрита ONOO() [6].

ИСТОЧНИКИ ОКСИДА АЗОТА У РАСТЕНИЙ

Растительную клетку оксидом азота обеспечивают реакции с участием нескольких ферментов: в частности, нитратредуктазы, катализирующей восстановление нитрита до NO in vivo и in vitro, в незначительной мере нитритредуктазы, а также ферментов, проявляющих активность, подобную синтазам NO животных [8]. Установлены иммунологические доказательства тканеспецифичности и, более того, приуроченности локализации ферментов с NO-синтазной активностью к определенным компартментам или органеллам, например, ядрам, пероксисомам или митохондриям у разных видов растений [9]. Определенный прогресс в изучении синтеза NO у растений с участием ферментов произошел после описания белка AtNOS1 Arabidopsis с мол. м. 60 кД, гомологичного к синтазам NO виноградной улитки, использующего L-аргинин как субстрат, а Ca2+, кальмодулин и НАДФ(Н ( как кофакторы, но не нуждающегося дополнительно во флавине или тетрабиогидроптерине [6, 10]. Относительно физиологической роли гипотетической синтазы NO у растений было установлено, что продукт предположительно конститутивно экспрессирующегося гена atnos1 необходим для формирования NO in vivo и вовлечения его в сигнальные каскады, которые активируются АБК и липополисахаридами [10]. Однако позже было показано, что синтаза NO, индуцированная патогенами, является вариантом Р-белка глициндекарбоксилазного комплекса или же хлоропластной ГТФазой, необходимой для правильной сборки рибосом, которая не проявляет NO-синтазной активности [4, 6, 8]. Возможно, ферменты растений, проявляющие NO-cинтазоподобную активность, имеют структуру, негомологичную NO-синтазам животных. Cледует отметить, что данные о наличии синтазы NO у растений следует интерпретировать критично, учитывая несовершенство L-аргининовых тестов и неспецифичность ингибиторов синтаз NO животных по отношению к белкам с NO-синтазной активностью у растений [7]. В итоге, механизм синтеза NO в растительной клетке, зависимый от L-аргинина, остается недоказанным, что может быть объяснено недостаточностью данных.
Помимо упомянутых источников NO, у растений предполагается существование аналога сложного молибдено- и флавоносодержащего фермента ксантиноксидоредуктазы (ксантиноксидазы или ксантиндегидрогеназы), продуцирующего NO [11]. В анаэробных условиях он катализирует восстановление нитрата и нитрита в NO при наличии НАД(Н или ксантина как восстановительных субстратов [11]. Неферментативное образование NO у растений посредством дисмутации нитрита в NO и нитрат преобладает при значениях pH < 7 [6]. В кислой среде нитрит восстанавливается аскорбиновой кислотой с образованием NO, полугидроаскорбат-радикала и дегидроаскорбата, что наблюдается в хлоропластах и апопласте при наличии достаточных количеств аскорбата [6]. Имеет место и светозависимая конверсия NO2 в NO каротиноидами [11]. Также обнаружен апопластный синтез NO путем неферментативного восстановления нитрита из культуральной среды in vitro в алейроновом слое ячменя и, кроме того, вследствие разложения азотистой кислоты [12].

ТРАНСДУКЦИЯ NO-СИГНАЛА У РАСТЕНИЙ

Сигнальная функция NO, осуществляемая путем прямых и опосредованных взаимодействий, может реализовываться в отдельных клетках или даже в микрокомпартментах, что соответствует недавно предложенной концепции для ионов кальция, пероксида водорода и циклических нуклеотидов.
Прямые взаимодействия. NO способен образовывать комплексы с металлосодержащими белками, в частности, гемоглобинами, цитозольной и митохондриальной аконитазой, каталазой, аскорбатпероксидазой, оксидазой цитохрома с [7]. Кроме того, особенное внимание уделяется ковалентным посттрансляционным модификациям белков, вызываемым NO синергично с другими активными формами азота и кислорода. Нитрозилирование белков по специфическим остаткам цистеина (S-нитрозилирование) или глутатиона (S-глутатионилирование) [11] были первыми выявленными механизмами прямого действия NO на клетку. Обратимая реакция S-нитрозилирования, которая принимает участие в регуляции функций более ста белков in vitro и/или in vivo, является новой парадигмой в трансдукции сигнала и одним из прогнозируемых механизмов окислительно-восстановительного сигналинга NO у филогенетически отдаленных видов [8, 11]. В экстрактах из листьев Arabidopsis был найден ряд S-нитрозилированных белков, вовлеченных в разноообразные процессы, в частности, фотосинтез, регуляцию окислительно-восстановительного баланса, роста и развития, стрессового ответа, соотношения фитогормонов, запрограммированной клеточной смерти и др. [8].
Несмотря на то, что S-нитрозилирование является общепризнанной посттрансляционной модификацией белков, обеспечивающей передачу сигнала от NO, нитротирозилирование также может претендовать на роль модифицирующего регулятора белков животных и растений, однако его обратимость не доказана [13, 14]. Одним из путей формирования 3-нитротирозина в клетке является взаимодействие белков с сильным окислительным агентом пероксинитритом ONOO( [9]. У растений при NO-стрессе, развившемся вследствие засоления, нитротирозилированию подвергаются многие белки в экстрактах листьев оливы и в клетках табака линии BY-2, обработанных элиситором Phytophthora infestans [15]. Недавно обнаружили посттрансляционную инактивацию глутаминсинтазы 1 люцерны посредством пероксинитрит-зависимого нитрования тирозина [7, 13]. Поскольку NO опосредует множество физиологических и патологических процессов у растений, а их реализация, в свою очередь, обеспечивается компонентами цитоскелета, и в частности, микротрубочками, нитрование тирозиновых остатков в составе тубулина и других белков цитоскелета является одним из возможных прямых путей реализации сигнальных каскадов NO [16, 17]. Возможно, нитротирозилирование α-тубулина растений является регуляторной посттрансляционной модификацией, наравне с фосфорилированием по тирозиновым остаткам [9, 13, 16, 17].
Непрямые взаимодействия. NO способен модулировать передачу сигнала в клетках растений, влияя на уровни цГМФ, цАДФР и Са2+ [1, 18], каскад МАРК-киназ [9] и профили экспрессии генов [8]. Например, известно, что формирование дополнительных корней под воздействием ИУК происходит с участием NO и цГМФ [18]. Между NO и Ca2+, общепризнанным внутриклеточным вторичным посредником в сигнальных каскадах, также существует взаимосвязь, проявляющаяся функционально [19]. Так, у растений повышение концентрации NO и одновременно свободного цитозольного Ca2+ сопутствует передаче сигнала от биотических и абиотических стрессовых факторов [6]. Активность белков с NO-синтазоподобной активностью у нескольких видов растений зависит от Ca2+ и кальмодулина (СаМ) как кофакторов, что свидетельствует о том, что Ca2+ или CaM/Ca2+ может взаимодействовать с ферментом, подобным синтазе NO у растений [19].
Впервые о Ca2+, принимающем сигнал от NO в сигнальном каскаде, было упомянуто в связи с тем, что антагонист цАДФ-рибозы, никотинамид, ингибирует накопление защитного белка PR-1, индуцированное NO [19]. Далее было обнаружено, что донор NO в устьицах листьев конских бобов и в суспензии клеток табака индуцирует высвобождение Ca2+ из клеточных депо [20].
У растений активация протеинкиназ, зависимая от NO, была отмечена в корнях и суспензионных культурах A. thaliana, эксплантах огурца, а также в листьях и суспензионных культурах табака [19]. Кроме того, нитропруссид натрия вызывал усиление фосфорилирующей активности p34-cdc2-циклинзависимой киназы относительно гистона H1 в протопластах люцерны, обработанных ауксинами [21]. Многие авторы предполагают, что активация упомянутых киназ может являться составляющей пути, обеспечивающего реакцию растений на стресс и/или апоптоз и, кроме того, клеточное деление и формирование дополнительных корней, индуцированное ауксинами [18, 21]. Следует упомянуть также существование in vitro S-нитрозилирования фосфоглицераткиназы, нуклеотиддифосфаткиназы и аденозинкиназы [8]. Недавно было обнаружено, что NO модулирует активность растительной SNF1-протеинкиназы-2 подсемейства SnRK2 [20], представители которого, например, киназа NtOSAK N. tabacum с мол. м. 42 кД, активируемая осмотическим стрессом, задействованы в осуществлении сигналинга при абиотических стрессах [19].
Показано также, что привнесенный экзогенный или же синтезируемый эндогенный NO изменяют профили экспрессии генов, обеспечивающих трансдукцию сигналов, защиту растения от инвазий патогенов, реализацию апоптоза, процессов фотосинтеза и клеточного транспорта, а также продукцию и устранение АФК [8]. Установлено, что в листьях N. tabacum, обработанных NO, последний индуцирует экспрессию защитных генов [3]. Гипо- или гиперэкспрессия генов может быть объяснена S-нитрозилированием транскрипционных факторов [22]. У растений установлен ряд транскрипционных факторов, которые потенциально способны к регуляции путем S-нитрозилирования [8]. Кроме непосредственно S-нитрозилирования транскрипционных факторов, этой модификации могут подвергаться белки сигнальных каскадов, в частности, киназа ядерного фактора jB или протеинтирозинфосфатаза 1B [22]. Сравнительный транскриптомный анализ основных групп генов Arabidopsis, регулируемых NO, приведен в статье [8].
Следует принимать во внимание, что большинство данных о физиологической роли оксида азота получено при использовании экзогенных доноров NO различной природы. Этим и объясняются порой противоречивые результаты, поскольку биологические эффекты таких соединений определяются их химической структурой, стабильностью, необходимыми факторами индукции высвобождения действующих компонентов, в частности, температурой и освещением, типом ткани, уровнем рН микрокомпартмента, соответствием питательной среды условиям эксперимента, длительностью обработки и многими другими факторами in vitro и in planta [23]. Кроме того, из-за неопределенности сведений об эндогенном источнике NO у растений сложно установить четкую взаимосвязь между действием стрессового фактора и активацией, либо ингибированием специфических ферментативных или неферментативных путей синтеза NO. Тем не менее, нами предпринята попытка обобщить функции оксида азота у растений.

РОСТ РАСТЕНИЙ

Отмечено стимулирующее воздействие NO на рост всего растения [5], а также его отдельных частей: первичного корня [24], гипокотиля [25], мезокотиля [26], придаточных (адвентивных) и боковых (латеральных) корней [1, 18], листа [27] и побега [26, 27]. В присутствии низких концентраций донора NO, нитропруссида натрия, было отмечено ускорение роста первичного корня A. thaliana, а при более высоких концентрациях - замедление роста [17]. Так, использование антисмысловых к нитритредуктазе последовательностей на растениях табака вызывает аккумулирование нитрита, высвобождение значительных количеств NO и замедление роста растений [13, 15]. Кроме того, показано, что экзогенные доноры NO ингибируют удлинение гипокотиля и междоузлий у проростков Arabidopsis и салата, выращенных в темноте [25]. Важно, что доноры NO, а именно S-нитрозо-N-ацетил-D-пеницилламин и нитропруссид натрия замедляют процессы роста и дифференциации также и у одноклеточной зеленой водорости Micrasterias denticulata, нарушая формирование вторичной клеточной стенки и функционирование диктиосом [28].

ДИФФЕРЕНЦИАЦИЯ РАСТИТЕЛЬНЫХ ТКАНЕЙ

Обнаружено вовлечение NO в регуляцию клеточного деления и последующую дифференциацию мезофильных протопластов люцерны в присутствии ауксинов, oднако присутствие NO является необходимым фактором лишь для индукции клеточного цикла, а не для его дальнейшего прохождения [21]. Установлено, что NO принимает участие в дифференциации ксилемы цинии, регулируя лигнификацию клеток и их запрограммированную гибель [6]. Кроме того, ингибиторы трансдукции сигнала от NO через цГМФ в клетках млекопитающих способны влиять на формирование аэренхимы в корнях кукурузы [9]. Обнаружено, что NO, Са2+ и цГМФ опосредуют поддержку полярности клеток папоротника цератоптериса [29].
Показано, что развитие цитоархитектуры корней определяется ауксинами и NO [18]. Так, формирование дополнительных корней под воздействием ИУК происходит с участием NO и цГМФ [18]. Позже была продемонстрирована способность экзогенных доноров NO ( нитропруссида натрия и S-нитрозо-N-ацетилпеницилламина ( имитировать эффект ИУК, индуцируя органогенез дополнительных корней de novo у эксплантов Cucumis sativus с одинаковой анатомической структурой [1, 18]. Также установлено участие NO в инициации формирования боковых корней у томата вследствие контакта с ризобактерией Azospirillum и вовлечение NO, наряду с АФК и глутатионом, в установление симбиотического взаимодействия между представителями семейства бобовых и соответствующими микроорганизмами [30]. Усиленный синтез NO отмечен при взаимодействии люцерны и клубеньковой бактерии Sinorhizobium meliloti [31]. Описано также участие NO в гравитропических реакциях корней сои [24]. Поскольку нитропруссид натрия вызывает реорганизацию кортикальных микротрубочек в разных типах клеток корней проростков A. thaliana, что индуцирует формирование корневых волосков, боковых и придаточных корней, можно предположить, что NO выступает пусковым сигналом дифференциации тканей корня, а микротрубочки являются downstream-эффекторами, реализующими передачу этого сигнала путем нитротирозилирования α-тубулина [17].

ЦВЕТЕНИЕ И ОПЫЛЕНИЕ РАСТЕНИЙ

Известно, что растения с повышенной продукцией NO зацветают позднее растений с "физиологическим" уровнем синтеза NO [32]. Это может быть объяснено тем, что NO выступает сигналом, контролирующим время цветения на генетическом уровне [32], поскольку было обнаружено, что доноры NO подавляют экспрессию генов constans и gigantea, одновременно усиливая экспрессию гена flowering locus C [6]. Для обеспечения репродуктивного процесса проросшие и даже непроросшие пыльцевые зерна продуцируют NO и нитрат, что, возможно, является важным компонентом сигнальной системы при взаимодействии пыльцевого зерна и рыльца [33]. Ранее было показано, что NO регулирует направление роста пыльцевой трубки, что важно для осуществления оплодотворения [34]. Установлено, что взаимодействие NO, вырабатываемого пыльцой, и АФК, синтезируемых рыльцем, может инициировать опыление путем запуска сигнальных каскадов между клетками пыльцевых зерен и рылец [33].

ОБРАЗОВАНИЕ СЕМЯН

Показано стимулирование созревания и прорастания семян Arabidopsis, салата и проса под воздействием NO на свету и в темноте [25]. Экзогенные доноры NO считаются сильными агентами для выведения растений из состояния покоя, поскольку при обработке семян Arabidopsis экотипов С24 и Сol-1 и ячменя нитропруссидом натрия в микромолярных концентрациях нарушается период их покоя [12]. Существует несколько объяснений такого эффекта NO: влияние на синтез или метаболизм АБК, угнетающей созревание семян и препятствующей их прорастанию, или же стимуляция биосинтеза этилена [35]. Известно также, что NO и спермин способны возобновлять прорастание семян лядвенца, ингибированное высокими концентрациями глюкозы [35].

СТАРЕНИЕ РАСТЕНИЙ И ЗАПРОГРАММИРОВАННАЯ КЛЕТОЧНАЯ СМЕРТЬ

Установлено, что недостаточное образование NO связано со старением растений и сопутствующим продуцированием этилена [6]. Так, в стареющих листьях гороха отмечено высвобождение оксида азота одновременно с этиленом, который является его антагонистом [36]. Усиленное формирование этилена при созревании клубники и авокадо совпадает с ослабленной эмиссией NO [36]. NO может ускорять старение листьев риса синергично с АФК или же, наоборот, вызывать задержку старения листьев, индуцированного пероксидом водорода (H2O2), поскольку выступает в этом случае скавенджером АФК [36].
Противоречивость данных относительно роли NO в процессах старения растений может быть объяснена активностью ферментативных и неферментативных источников NO в растительной клетке, воздействием на растения абиотических или биотических факторов среды, баланса между количеством NO и его производных в клетке и активностью систем катаболизма NO, в частности, S-нитрозоглутатионредуктазы и гемоглобинов. Известно, например, что эндогенный NO, продуцируемый митохондриальной синтазой NO Arabidopsis, NOS1, проявляет антиоксидантные свойства и предотвращает изменения, связанные со старением, снижая уровень АФК [6]. Напротив, экспрессия у Arabidopsis фермента, разрущающего NO, приводит к появлению фенотипических признаков старения, которым предшествуют ослабление экспрессии фотосинтетических генов и усиление экспрессии генов старения [8]. Внесение нитропруссида натрия способствует сохранению фотосинтетических пигментов и снижению уровня ПОЛ в семядолях сои [37].
Впервые вовлечение NO и АФК в апоптоз было отмечено при исследовании острой и системной реакций растений на инвазионное заражение патогенами [2]. Помимо этого, до сих пор не прекращаются дискуссии относительно достаточности NO для инициации апоптоза в растительной клетке [4].
Мишенью для NO оказались также митохондрии растений, поскольку S-нитрозоглутатион, пероксинитрит и S-нитрозо-N-ацетилпеницилламин ингибируют митохондриальное дыхание на уровне цитохромоксидазы [38]. Кроме того, вследствие прямой активации открытия митохондриальных пор оксидом азота происходит угнетение транспорта электронов в митохондриях, способное инициировать апоптоз [38]. Помимо этого, известно, что NO снижает интенсивность клеточного дыхания и ингибирует окислительное фосфорилирование вследствие угнетения электрон-транспортной цепи на этапе цитохромов [39].
Показано, что NO способен не только инициировать [2, 20], но и задерживать запрограммированную гибель клеток [40]. Обсуждая процесс апоптоза, тесно связанный с окислительным стрессом, следует упомянуть об антиоксидантных свойствах NO. Например, установлено, что мутантные растения арабидопсиса с дефектной синтазой NO, предварительно обработанные донором NO, восстанавливают фертильность, содержание хлорофилла и темпы роста [10].
Также показано, что предобработка листьев фасоли нитропруссидом натрия минимизирует повреждения фотосинтетического аппарата, вызванные облучением растений УФ-В [41]. На клеточном уровне антиоксидантные свойства NO проявляются в его способности угнетать активность протеасом и ПОЛ [42]. Недавно было установлено, что именно S-нитрозилирование неактивной формы метакаспазы 9 (AtMC9) Arabidopsis регулирует ее протеолитическую активность in vivo [42].

OКСИД АЗОТА И АБИОТИЧЕСКИЙ СТРЕСС

Помимо обеспечения ответа растений на воздействие абиотических cтрессовых факторов, сопровождаемое развитием окислительного стресса [25], NO также вовлечен в реализацию реакций растений на действие таких факторов окружающей среды, как свет и гравитация [24]. Длительное пребывание растений в стрессовых условиях может привести к усиленному продуцированию NO и его производных, что влечет за собой ряд изменений в клетке, объединяемых понятием NO-стресса [15]. Недавно было показано, что осмотический стресс у оливы приводит к усиленной продукции активных форм азота и, следовательно, к увеличению количества нитротирозилированных белков, которые выступают надежными маркерами NO-стресса [15].
Одним из первых абиотических стрессовых факторов, который привлек внимание исследователей, было механическое повреждение. Оказалось, что при поранении растения происходит усиленное образование H2O2 и NO [2]. Показано, что NO действует как отрицательный модулятор ответа на механическое повреждение Solanum lycopersicum, ослабляя синтез ингибитора протеиназ І и H2O2, индуцируемый системином, олигоуронидами и жасмоновой кислотой [8]. Другие авторы утверждают, что NO задействован в регенерации поврежденных листьев картофеля, поскольку доноры NO вызывают накопление транскриптов фениламмониат-лиазы и экстенсина, а также отложение каллозы [43]. Центрифугирование клеточных культур или листьев растений нескольких видов растений приводило к усиленому образованию NO, который индуцировал апоптоз [8, 44]. В суспензионных культурах тиса уровень свободного 3-нитротирозина возрастал на протяжении нескольких часов после обрезания листьев и стебля растений, что могло привести к нитротирозилированию глутатион-S-трансферазы, ослабив, тем самым, ее активность [44]. Отмечено также возрастание концентрации NO в эпидемальных клетках листьев Taxus cuspidata при моделировании условий механического стресса в специальной камере [44].
Растениям-мезофитам, более распространенной экологической группе растений, нежели ксерофиты или галофиты, свойственна низкая способность к адаптации при изменении водного режима, в частности, при засолении и засухе. Известно, что эти абиотические факторы воздействуют на метаболические пути растений, индуцируя повышенный синтез таких сигнальных молекул, как Са2+, NO, жасмоновая и салициловая кислоты. Было показано, что NO обеспечивает устойчивость к засолению у каллусов двух экотипов тростника с разной чувствительностью к засолению, изменяя соотношение K+/Na+ в сторону Na+ и уменьшая количество Са2+ [45]. Также показана способность NO восстанавливать рост корней пшеницы, замедленный низкими концентрациями хлорида натрия (в пределах 150 мМ), а также активировать супероксиддисмутазу и аскорбатпероксидазу, защищая клетки корневого апекса от окислительного повреждения, вызванного засолением [5]. Обработка проростков кукурузы нитропруссидом натрия усиливает поглощение и транспорт K+, ослабляя одновременно поглощение и транспорт Na+, чем предотвращает отток электролитов [46]. При обработке нитропруссидом натрия суспензионных культур тростника, подвергаемых стрессовому воздействию ПЭГ-6000, отмечено уменьшение оттока ионов, содержания H2O2 и супероксид-аниона (O2(), а также активацию ферментов антиоксидантной защиты [45]. Показано, что прорастание семян люпина, ингибированное хлоридом натрия, восстанавливается после предварительной обработки семян нитропруссидом натрия [47]. В проростках пшеницы осмотический стресс, вызванный маннитом и проявляющийся в уменьшении потерь воды листьями с одновременным увеличением содержания АБК, частично исчезал после применения ингибитора синтазы и специфического гасителя NO [5]. Участие NO в обеспечении устойчивости растений к засолению может быть объяснено регуляцией экспрессии специфических генов, в частности, Osnoa1, гена синтазы NO риса, экспрессия которого обнаружена у мутанта арабидопсиса, дефектного по синтазе NO (Atnoa1) [48]. К тому же, активность синтазы NO AtNOS1 in vivo необходима для обеспечения устойчивости Arabidopsis к засолению [49].
Установлено, что во время засухи у пшеницы происходит усиление активности синтаз NO [45]. Синтезированный NO, а также Н2О2, задействованы в регуляции закрытия устьиц, индуцированного АБК, у разных видов растений [5], возможно, путем изменения активности К+- и Сl(-каналов в клетках устьиц вследствие S-нитрозилирования соответствующих белков [45]. NO и АБК индуцируют закрытие устьиц независимыми путями, однако они способны действовать синергично [5]. Процесс замыкания устьиц в клетках мезофилла кукурузы, индуцированный гиперпродукцией АБК при засолении и водном дефиците, регулируется сигнальными каскадами, в которых принимают участие H2O2 и NO [5]. Также показано, что в условиях водного дефицита синтез АБК в корнях пшеницы усиливается в присутствии доноров NO и АФК, что свидетельствует о синергичности их воздействия [45]. В клетках устьиц и других клетках эпидермиса листьев конских бобов, гороха и Arabidopsis АБК вызывает повышение уровня эндогенного NO [5]. Дальнейшие события этого сигнального каскада пока неизвестны, однако внесения экзогенного NO достаточно для индукции закрытия устьиц по Ca2+-зависимому пути [5]. Кроме того, никотинамид, антагонист цАДФ-рибозы, способен ингибировать действие как АБК, так и NO, что свидетельствует о вовлечении цАМФ-рибозы в пути синтеза NO и передачу сигнала [5].
Растения, являясь автотрофными прикрепленными организмами, проявляют повышенную чувствительность к таким компонентам солнечного излучения, как УФ-А и УФ-В, что проявляется в нарушении продукции вторичных метаболитов, изменении активности фотосинтетического аппарата, формировании защитных морфологических структур, уязвимости их наследственного материала и других реакциях. Роль оксида азота в реализации ответа растений на облучение УФ-А и УФ-В двояка. После предварительной обработки клубней картофеля и проростков кукурузы донорами NO отмечали уменьшение повреждающего действия УФ-А и УФ-В, сопровождающееся активацией синтазы NO в микросомах и цитозоле, снижением активности эндо- и экзо-(-глюканаз и уменьшением биомассы [27]. В листьях бобов нитропруссид натрия смягчает повреждающее влияние УФ-В путем повышения содержания хлорофилла, максимальной эффективности и квантового выхода транспорта электронов ФС ІІ, а также за счет минимизации окислительного повреждения тилакоидной мембраны посредством усиления активностей супероксиддисмутазы, аскорбатпероксидазы и каталазы [41]. Смягчающие эффекты NO обнаружены также и в опытах с культурой водоросли Spirulina platensis, что проявляется в защите от повреждения таких физиологических параметров, как содержание хлорофилла а, пролина, восстановленного глутатиона и общей биомассы [50]. Показано, что нитропруссид натрия смягчает ингибирующий эффект УФ-В облучения, однако главным фактором замедления роста мезокотиля при действии УФ-В является все же эндогенный NO [23]. Возможно, в этом случае роль NO заключается в модификации химических свойств полисахаридов клеточной стенки и ковалентных сшивках белков, которые возникают вследствие синергичного действия NO и АФК на активность экзо- и эндо-(-глюканаз и содержание белков в клеточной стенке [23].
Как правило, для NO характерно антиоксидантное действие, однако в литературе есть данные, свидетельствующие об обратном. К примеру, показано, что у Arabidopsis УФ-В вызывает постстрессовую индукцию экспрессии халконсинтазы, усиление NO-синтазоподобной ферментативной активности и увеличение уровня NO [41]. Установлено, что NO выступает вторичным посредником при ингибировании удлинения мезокотилей, облученных УФ-В [25, 26]. Обработка апоцинином (ацетованилином) листьев кукурузы значительно усиливает синтез NO, а предобработка апоцинином минимизирует повреждение клеток мезофилла и образование АФК, вызванное облучением УФ-В [51].
Толерантность растений к тяжелым металлам является адаптивной реакцией, в которой также может быть задействован NO [52]. Например, отмечено усиленное продуцирование эндогенного NO в корнях гороха и горчицы сарептской в присутствии кадмия, меди и цинка [53]. Противоположные результаты были получены на корнях и листьях гороха, выращенного в присутствии Cd: в этом случае происходило существенное снижение содержания эндогенного NO, а также ингибирование роста, связанное с окислительным стрессом [54]. К тому же, солюбилизированная форма алюминия, ограничивающая рост растений, ингибировала и активность синтазы NO [55]. Предварительная обработка листьев подсолнечника нитропруссидом натрия предотвращала токсическое действие Cd вследствие блокирования развития окислительного стресса [53]. Подобные эффекты отмечены для корней люпина, проросшего на среде, содержавшей Cd и Pb [47]. Установлено, что доноры NO могут минимизировать токсичность Cd для листьев риса [57], препятствовать развитию окислительного стресса в корнях Cassia tora после внесения Cd, а также торможению удлинения корня гибискуса, вызванному избытком Al [57]. Отмечена индукция образования NO в корнях пшеницы, вовлеченного в ингибирование роста корней под воздействием Cd и спермина [53].
Показано, что под влиянием NO происходит усиление синтеза пролина у Chlamydomonas reinhardtii, и синергичное противодействие токсичному влиянию Cu, проявляющееся в предотвращении развития окислительного стресса [49]. Антиоксидантным действием нитропруссида натрия может быть объяснена минимизация токсичного влияния CuSO4 на растения риса [58]. Экзогенный NO может смягчать токсичное действие мышьяка, проявляющееся в ингибировании роста корней и колеоптилей риса, восстанавливая их рост, а также снижая образование МДА, супероксид-аниона и пероксида водорода, выступая в качестве скавенджера АФК [59].
Предполагается, что в регулировании уровня NO в клетках растений может участвовать аконитаза - Fe-S-белок, обеспечивающий гомеостаз ионов железа в клетке [60]. И наоборот, сам NO способен поддерживать гомеостаз железа и улучшать его внутренний транспорт, обеспечивая вследствие этого активность биосинтеза хлорофилла и развитие хлоропластов [61]. Экспериментальным подтверждением регуляторной роли NO в метаболизме железа является тот факт, что экзогенные доноры NO ( нитропруссид натрия и S-нитрозо-N-ацетилпеницилламин ( приводят к ревертированию хлорозного фенотипа у мутантов кукурузы yellow stripe1 и yellow stripe3 с неэффективным использованием Fe [61].
Поскольку синергичному влиянию производных оксида азота и АФК уделяется значительное внимание исследователей, следует упомянуть такой абиотический фактор окружающей среды, как уровень озона в атмосфере (O3). Показано, что экспериментальное озонирование растений Arabidopsis усиливает активность синтаз NO, предшествуя накоплению салициловой кислоты и развитию апоптоза [62]. В листьях тростника, обработанных O3, повышается концентрация NO, регулируемая эндогенным изопреном [62]. Показано также, что NO усиливает экспрессию генов биосинтеза этилена и салициловой кислоты, ослабленную воздействием O3 [63].
Антропогенное вмешательство существенно влияет на состав атмосферы, что не может не отражаться на жизнедеятельности растений. Особую чувствительность эти автотрофные организмы проявляют к нарушению баланса кислорода и углекислого газа в атмосфере. Обнаружено, что в условиях гипоксии листья люцерны выделяют значительные количества NO [64]. Известно также, что NO задействован в адаптации растений к гипоксии и формировании аэренхимы при гипо- и аноксии [65].
Еще одним важным свойством NO является его криопротекторное воздействие. При обработке растений экзогенными донорами NO происходит усиление их устойчивости к влиянию низких температур [5]. Действие высоких температур приводит к усилению синтеза NO, в то время как применение экзогенного NO усиливает холодоустойчивость томата, пшеницы и кукурузы [5, 66]. NO может опосредовать термотолерантность каллусов дюнного тростника, индуцированную АБК [66]. Скавенджеры NO изопрен и разветвленный гемоглобин (trHb) улучшают прорастание семян Arabidopsis при высоких температурах, устраняя избыточные количества NO, продуцированные при высокотемпературном стрессе [67]. Обнаружено, что применение экзогенного NО при тепловом шоке y Phaseolus radiatus способствует сохранению параметров флуоресценции хлорофилла a, целостности мембран, содержания H2O2 и активности антиоксидантных ферментов на уровнях, сопоставимых с таковыми без воздействия стрессового фактора [66].
Не следует забывать о том, что помимо естественных абиотических факторов среды, существуют факторы, привнесенные деятельностью человека, например, применение удобрений и обработка растений гербицидами. Ранее было показано, что применение гербицидов приводило к повышению содержания NO в растениях сои [25]. Позже было обнаружено, что можно избежать разрушительного влияния гербицидов метилвиологеновой группы ( диквата и параквата ( с помощью предварительной обработки листьев картофеля и риса донорами NO [25]. Было продемонстрировано, что при одновременном внесении гербицидов атразина и глюфосата и экзогенного NO в культуру Chlorella vulgaris существенно сокращается количество МДА, H2O2 и других АФК при одновременном увеличении содержания хлорофилла и антиоксидантных ферментов [68].

БИОТИЧЕСКИЙ СТРЕСС: ЗАРАЖЕНИЕ ПАТОГЕНАМИ

Помимо обеспечения устойчивости растений к действию абиотических факторов окружающей среды, NO является сигнальной молекулой и при биотических стрессах, т.е. при внедрении патогенов вирусной, бактериальной или же эукариотической природы [6, 30]. Одним из ключевых механизмов защиты растений от патогенов является реакция гиперчувствительности, которая реализуется в виде запрограммированной гибели клетки в месте инфекции [69] и регулируется соотношением АФК и активных форм азота [69]. NO также взаимодействует с ключевыми ферментами ранней защиты, в частности, каталазой и аскорбатпероксидазой [70], постепенно повышая уровень Н2О2 в клетке и пролонгируя его локальные эффекты [30].
Показано, что синергическое взаимодействие молекул H2O2 и NO обеспечивает лигнификацию клеточной стенки и индуцирует реакцию гиперчувствительности [4]. Кроме того, NO повышает содержание салициловой кислоты, также являющейся компонентом сигнальных путей при биотических стрессах [70]. Салициловая кислота, в свою очередь, может усиливать синтез NO у Arabidopsis при участии фермента, проявляющего активность синтазы NO [71]. Дозозависимое накопление NO у томата после инокуляции элиситора ксиланазы приводит к усилению синтеза фосфатидной кислоты вследствие активации фосфолипазы с и диацилглицеролкиназы [72]. Известно, что фосфатидная кислота является необходимым звеном в обеспечении защиты растений при биотических стрессах посредством реакции гиперчувствительности [72].
В опытах с инфицированием жемчужного проса возбудителем ложной мучнистой росы показано, что обработка донорами NO способствовала развитию реакции гиперчувствительности, отложению лигнина и экспрессии фенилаланинаммоний-лиазы [73].
Локальная реакция гиперчувствительности у растений часто бывает ассоциирована с системной приобретенной устойчивостью тканей, удаленных от места повреждения [74]. Установлено, что NO усиливает активность синтазы NO у растений табака, устойчивых к вирусу табачной мозаики, за счет экспрессии гена защитного белка PR-1 [70], а также генов фенилаланинаммоний-лиазы и халконсинтазы [74]. Показано, что у табака экспрессия упомянутых защитных генов запускается с помощью цГМФ и цАДФ-рибозы [3]. Однако, как уже упоминалось, до сих пор не доказано, что продуцирование NO является достаточным условием для обеспечения реакции гиперчувствительности в форме апоптоза, который запускается лишь при наличии баланса между АФК и NO.
Помимо белка PR-1, в ответ на заражение сои грибом Diaporthe phaseolorum f. sp. meridionalis NO индуцирует синтез фитоалексинов группы изофлавонов (даидзеина и генистеина) и птерокарпанов группы глицеолинов и флавонов (эпигенина и лютеолина) [30]. В то же время, в суспензионной культуре клеток табака BY-2 не обнаружено усиления экспрессии фенилаланинаммоний-лиазы или индукции апоптоза под воздействием NO, отмечено лишь незначительное влияние на метаболизм аскорбата и глутатиона [4]. Установлено, что гены-мишени NO и H2O2 частично перекрываются; например, экспрессия генов, кодирующих защитные белки, может быть модулирована обеими сигнальными молекулами [4].
Показано, что растения подсолнечника, чувствительные к действию патогена Plasmopara halstedii, отличаются повышенным содержанием S-нитрозотиолов и особенно 3-нитротирозилированных белков (NO2-Тир), что является биологическим маркером NO-стресса у растений, индуцируемого биотическими факторами [4, 75].
Такие фитопатогены, как грибы родов Pythium, Botrytis и Fusarium, могут продуцировать NO в качестве одного из факторов вирулентности [30]. Так, экспрессия генов, которые кодируют белки, детоксифицирующие NO, например, NOD и NorR, является дополнительным фактором вирулентности фитопатогенов бактериального происхождения [30]. Примерами этого являются аргиназа Xylella fastidiosa и гомолог синтазы NO Streptomyces turgidiscabies, который обеспечивает нитрование дипептида фитотоксина, что необходимо для проявления вирулентности данного патогена [30].
Приведенные данные свидетельствуют о том, что у растений оксид азота является ключевым вторичным посредником в реализации реакции гиперчувствительности и приобретенной системной устойчивости.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Таким образом, получены многочисленные экспериментальные доказательства того, что оксид азота вовлечен в регуляцию основных и вспомогательных процессов жизнедеятельности клеток растений как в нормальных условиях, так и при действии биотических и абиотических стрессовых факторов, обеспечивая их пластичность и адаптацию к нестабильным условиям окружающей среды. Защитные механизмы растений важны для выживания, поскольку прикрепленный образ жизни этих организмов не позволяет им реализовывать стратегию "fight-or-flight" ("сражаться или убегать"), свойственную животным, что объясняет разнообразие и взаимоперекрываемость метаболических путей у растений, обеспечиваемые такими вторичными посредниками, как NO, Ca2+ и Н2О2. Особого внимания заслуживают сигнальные механизмы NO в клетках растений: опосредованные (при помощи цГМФ, Ca2+ и протеикиназ) и прямые ( регуляция ключевых белков путем их посттрансляционных модификаций (S-нитрозилирования и нитротирозилирования), взаимодействие NO с фитогормонами (АБК, ауксинами, цитокининами, брассиностероидами, этиленом) и АФК, изменение профилей экспрессии генов под воздействием NO, а также наличие ферментативных и неферментативных источников NO в клетке. Поскольку исследования регуляторной роли оксида азота у растений начаты относительно недавно, для понимания функционального значения этой молекулы необходимо установление путей синтеза и детоксикации NO, клеточных и молекулярных механизмов сигналинга NO, особенно роли посттрансляционных модификаций ключевых белков, а также взаимодействия с другими сигнальными молекулами.

CПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1.Correa-Aragunde N., Graziano M., Chevalier C., Lamattina L. Nitric Oxide Mediates the Expression of Cell-Cycle Regulatory Genes during Lateral Root Formation in Tomato // J. Exp. Bot. 2006. V. 57. P. 581-588.
2.Delledonne M., Xia Y., Dixon R.A. Nitric Oxide Functions as a Signal in Plant Disease Resistance // Nature. 1998. V. 394. P. 585-588.
3.Durner J., Wendehenne D., Klessig D.F. Defense Gene Induction in Tobacco by Nitric Oxide, Cyclic GMP, and Cyclic ADP Ribose // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P.10 328-10 333.
4.Hong J.K., Yun B.-W., Kang J.-G., Raja M.U., Kwon E., Sorhagen K., Chu C., Wang Y., Loake G.J. Nitric Oxide Function and Signalling in Plant Disease // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. P. 147-154.
5.Neill S., Barroso R., Bright J., Desikan R., Hancock J., Harrison J., Morris P., Ribeiro D., Wilson J. Nitric Oxide, Stomatal Closure, and Abiotic Stress // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. P. 165-176.
6.Arasimowicz M., Floryszak-Wieczorek J. Nitric Oxide as a Bioactive Signalling Molecule in Plant Stress Responses // Plant Sci. 2007. V. 172. P. 876-887.
7.Besson-Bard A., Pugin A., Wendehenne D. New Insights into Nitric Oxide Signaling in Plants // Annu. Rev. Plant Biol. 2008. V. 59. P. 21-39.
8.Besson-Bard A., Astier J., Rasul S., Wawera I., Dubreuil-Maurizi C., Jeandroz M., Wendehenne D. Current View of Nitric Oxide-Responsive Genes in Plants // Plant Sci. 2009. V. 177. P. 302-309.
9.Leitner M., Vandelle E., Gaupels F., Bellin D., Delledonne M. NO Signals in the Haze. Nitric Oxide Signalling in Plant Defence // Curr. Opin. Plant Biol. 2009. V. 12. P. 451-458.
10.Guo F.Q., Okamoto M., Crawford N.M. Identification of a Plant Nitric Oxide Synthase Gene Involved in Hormonal Signaling // Science. 2003. V. 302. P. 100-103.
11.Wilson I.D., Neil S.J., Hancock D.T. Nitric Oxide Synthesis and Signalling in Plants // Plant Cell Environ. 2008. V. 31. P. 622-631.
12.Bethke P.C., Badger M.R., Jones R.L. Apoplastic Synthesis of Nitric Oxide by Plant Tissues // Plant Cell. 2004. V. 16. P. 332-341.
13.Blume Ya.B., Krasylenko Yu.A., Yemets А.І. Tyrosine Nitration as Regulatory Protein Posttranslational Modification // Ukr. Biochem J. 2009. V. 81. № 5. P. 5-15.
14.Montenero H., Arai R., Travassos L.R. Protein Tyrosine Phosphorylation and Protein Tyrosine Nitration in Redox Signaling // Antioxid. Redox Signal. 2008. V. 10. P. 843-889.
15.Valderrama R., Corpas F.J., Carreras A., Fernández-Ocaňa A., Chaki M., Luquea F., Gómez-Rodríguez M.R., Colmenero-Varea P., del Río L.A., Barroso J.B. Nitrosative Stress in Plants // FEBS Lett. 2007. V. 581. P. 453-461.
16.Blume Ya.B., Nyporko A.Yu., Yemets A.I. Nitrotyrosination of (-Tubulin: Structural Analysis of Functional Significance in Plants and Animals // Cell Biology and Instrumentation: UV Irradiation, Nitric Oxide and Cell Death in Plants / Eds Blume Ya.B., Durzan D.J., Smertenko P. Amsterdam: IOS Press, 2006. P. 325-333.
17.Емец А.И., Красиленко Ю.А., Шеремет Я.А., Блюм Я.Б. Реорганизация микротрубочек как ответ на реализацию сигнальных каскадов оксида азота (ІІ) в растительной клетке // Цитология и генетика. 2009. T. 43. № 2. С. 3-12.
18.Pagnussat G.C., Lanteri M.L., Lombardo M.C., Lamattina L. Nitric Oxide Mediates the Indoelacetic Acid Induction of a Mitogen-Activated Protein Kinase Cascade Involved in Adventitious Roots Development // Plant Physiol. 2004. V. 135. P. 279-286.
19. Courtois C., Besson A., Dahan J., Bourque S., Dobrowolska G., Pugin A., Wendehenne D. Nitric Oxide Signalling in Plants: Interplays with Ca2+ and Protein Kinases // J. Exp. Bot. 2008. V. 3. P. 1-9.
20.Lamotte O., Courtois C., Dobrowolska G., Besson A., Pugin A., Wendehenne D. Mechanisms of Nitric-Oxide-Induced Increase of Free Cytosolic Ca2+ Concentration in Nicotiana plumbaginifolia Cells // Free Radic. Biol. Med. 2006. V. 40. P. 1369-1376.
21.Ötvös K., Pasternak T., Miskolczi P., Domoki M., Dorjgotov D., Szűcs A., Bottka S., Dudits S., Fehér A. Nitric Oxide Is Involved in the Activation of Cell Division and Somatic Embryo Formation in Alfalfa // Plant J. 2005. V. 43. P. 849-860.
22.Grün S., Lindermayr C., Sell S., Durner J. Nitric Oxide and Gene Regulation in Plants // J. Exp. Bot. 2006. V. 57. P. 507-516.
23.Ederli L., Reale L., Madeo L., Ferranti F., Gehring C., Fornaciari M., Romano B., Pasqualini S. NO Release by Nitric Oxide Donors In Vitro and In Planta // Plant Physiol. Biochem. 2009. V. 47. P. 42-48.
24.Hu X., Neill S., Tang Z., Cai W. Nitric Oxide Mediates Gravitropic Bending in Soybean Roots // Plant Physiol. 2005. V. 137. P. 663-670.
25.Beligni M.V., Lamattina L. Nitric Oxide Interferes with Plant Photo-Oxidative Stress by Detoxifying Reactive-Oxygen Species // Plant Cell Environ. 2002. V. 25. P. 737-748.
26.Zhang M., An L., Feng Р., Chen T., Chen K., Liu Y., Tang H., Chang J., Wang X. The Cascade Mechanisms of Nitric Oxide as a Second Messenger of Ultraviolet-B in Inhibiting Mesocotyl Elongations // Photochem. Photobiol. 2003. V. 77. P. 219-225.
27.An L., Liu Z., Yhang M., Chen T., Wang X. Effects of Nitric Oxide on Growth of Maize Seedling Leaves in the Presence or Absence of Ultraviolet Radiation // J. Plant Physiol. 2005. V. 162. P. 317-326.
28.Lehner C., Kerschbaum H.H., Lütz-Meindl U. Nitric Oxide Suppresses Growth and Development in the Unicellular Green Alga Micrasterias denticulata // J. Plant Physiol. 2009. V. 166. P. 117-127.
29.Salmi M.L., Morris K.E., Roux S.J., Porterfield D.M. Nitric Oxide and cGMP Signaling in Calcium-Dependent Development of Cell Polarity in Ceratopteris richardii // Plant Physiol. 2007. V. 144. P. 94-104.
30.Mur L.A.J., Carver T.L.V., Prats E. NO Way to Live: The Various Roles of Nitric Oxide in Plant-Pathogen Interactions // J. Exp. Bot. 2006. V. 57. P. 489-505.
31.Baudouin E., Pieuchot L., Engler G., Pauly N., Puppo A. Nitric Oxide Is Formed in Medicago truncatula(Sinorhizobium meliloti Functional Nodules // Mol. Plant(Microbe Interact. 2006. V. 19. P. 970-975.
32.He Y., Tang R.H., Hao Y., Stevens R.D., Cook C.W., Ahn S.M., Jing L., Yang Z., Chen L., Guo F., Fiorani F., Jackson R.B., Crawford N.M., Pei Z.-M. Nitric Oxide Represses the Arabidopsis Floral Transition // Science. 2004. V. 305. P. 1968-1971.
33.Bright J., Hiscock S.J., James P.E., Hancock J.T. Pollen Generates Nitric Oxide and Nitrite: A Possible Link to Pollen-Induced Allergic Responses // Plant Physiol. Biochem. 2009. V. 47. P. 49-55.
34.Prado A.M., Porterfield D.M., Feijo J.A. Nitric Oxide Is Involved in Growth Regulation and Re-Orientation of Pollen Tubes // Development. 2004. V. 131. P. 2707-2714.
35.Zhao M.-G., Liu R.-J., Chen L., Tian Q.-Y., Zhang W.-H. Glucose-Induced Inhibition of Seed Germination in Lotus japonicus Is Alleviated by Nitric Oxide and Spermine // J. Plant Physiol. 2009. V. 166. P. 213-218.
36.Hung K.T., Kao C.H. Nitric Oxide Counteracts the Senescence of Rice Leaves Induced by Hydrogen Peroxide // 21 Bot. Bull. Acad. Sinica. 2005. V. 46. P. 21-28.
37.Jasid S., Galatro A., Villordo J.J., Puntarulo S., Simontacchi M. Role of Nitric Oxide in Soybean Cotyledon Senescence // Plant Sci. 2009. V. 176. P. 662-668.
38.Borutaite V., Budriunaite A., Brown G.C. Reversal of Nitric Oxide, Peroxynitrite- and S-Nitrosothiol-Induced Inhibition of Mitochondrial Respiration or Complex I Activity by Light and Thiols // Biochim. Biophys. Acta. 2000. V. 1459. P. 405-412.
39.Takahashi S., Yamasaki H. Reversible Inhibition of Photophosphorylation in Chloroplasts by Nitric Oxide // FEBS Lett. 2002. V. 512. P. 145-148.
40.De Pinto M.C., Tommasi F., de Gara L. Changes in the Antioxidant Systems as Part of the Signaling Pathway Responsible for the Programmed Cell Death Activated by Nitric Oxide and Reactive Oxygen Species in Tobacco Bright-Yellow 2 Cells // Plant Physiol. 2002. V. 130. P. 698-708.
41.Shi S., Wang G., Wang Y., Zhang L., Zhang L. Protective Effect of Nitric Oxide against Oxidative Stress under Ultraviolet-B Radiation // Nitric Oxide. 2005. V. 13. P. 1-9.
42.Belenghi B., Romero-Puertas M.C., Vercammen D., Brackenier A., Inze D., Delledonne M., van Breusegem F. Metacaspase Activity of Arabidopsis thaliana Is Regulated by S-Nitrosylation of a Critical Cysteine Residue // J. Biol. Chem. 2007. V. 282. P. 1352-1358.
43.Paris R., Lamattina L., Casalongue C.A. Nitric Oxide Promotes Wound-Healing Response of Potato Leaflets // Plant Physiol. Biochem. 2007. V. 45. P. 80-86.
44.Cheng J.-S., Yuan Y.-J. Release of Proteins: Insights into Oxidative Response of Taxus cuspidata Cells Induced by Shear Stress // J. Mol. Catalysis. B: Enzymatic. 2009. V. 58. P. 84-92.
45.Zhao L., He J., Wang X., Zhang L. Nitric Oxide Protects against Polyethylene Glycol-Induced Oxidative Damage in Two Ecotypes of Reed Suspension Cultures // J. Plant Physiol. 2008. V. 165. P. 182-191.
46.Zhang Y.Y., Liu J., Liu Y.L. Nitric Oxide Alleviates Growth Inhibition of Maize Seedlings under NaCl Stress // Nitric Oxide. 2004. V. 30. P. 455-459.
47.Kopyra M., Gwozdz E. Nitric Oxide Stimulates Seed Germination and Counteracts the Inhibitory Effect of Heavy Metals and Salinity of Root Growth of Lupinus luteus // Plant Physiol. Biochem. 2003. V. 41. P. 1011-1017.
48.Qiao W., Xiao S., Yu L., Fan L.-M. Expression of a Rice Gene OsNOA1 Re-Establishes Nitric Oxide Synthesis and Stress-Related Gene Expression for Salt Tolerance in Arabidopsis nitric oxide-associated 1 Mutant Atnoa1 // Environ. Exp. Bot. 2009. V. 65. P. 90-98.
49.Zhang A., Jiang M., Zhang J., Ding H., Xu S., Hu X., Tan M. Nitric Oxide Induced by Hydrogen Peroxide Mediates Abscisic Acid-Induced Activation of the Mitogen-Activated Protein Kinase Cascade Involved in Antioxidant Defense in Maize Leaves // New Phytol. 2007. V. 175. P. 36-50.
50.Xue L.J., Li S.W., Xu S.J. Alleviative Effects of Nitric Oxide on the Biological Damage of Spirulina platensis Induced by Enhanced Ultraviolet-B // Nitric Oxide. 2006. V. 46. P. 561-564.
51.Tossi V., Cassia R., Lamattina L. Apocynin-Induced Nitric Oxide Production Confers Antioxidant Protection in Maize Leaves // J. Plant Physiol. 2009. V. 166. P. 1336-1341.
52.Corpas F.J., Barroso J.B., Carreras A., Valderrama R., Palma J.M., del Rio L.A. Nitrosative Stress in Plants: A New Approach to Undersatnd the Role of NO in Abiotic Stress// Nitric Oxide in Plant Growth, Development and Stress Physiology. V. 6 / Eds Lamattina L., Polacco J.C. Berlin, Heidelberg: Springer-Verlag, 2007.
53.Groppa M.D., Rosales E.P., Iannone M.F., Benavides M.P. Nitric Oxide, Polyamines and Cd-Induced Phytotoxicity in Wheat Roots // Phytochemistry. 2008. V. 69. P. 2609-2615.
54.Barroso J.B., Corpas F.J., Carreras A., Rodríguez-Serrano M., Esteban F.J., Fernández-Ocaña A., Chaki M., Romero-Puertas M.C., Valderrama R., Sandalio L.M., del Río L.A. Localization of S-Nitrosoglutathione and Expression of S-Nitrosoglutathione Reductase in Pea Plants under Cadmium Stress // J. Exp. Bot. 2006. V. 57. P. 1785-1793.
55.Tian Q.Y., Sun D.H., Zhao M.G., Zhang W.H. Inhibition of Nitric Oxide Synthase (NOS) Underlies Aluminium-Induced Inhibition of Root Elongation in Hibiscus moscheutos // New Phytol. 2007. V. 175. P. 36-50.
56.Hsu Y.T., Kao C.H. Cadmium Toxicity Is Reduced by Nitric Oxide in Rice Leaves // Plant Growth Regul. 2005. V. 42. P. 227-238.
57.Wang Y.-S., Yang Z.-M. Nitric Oxide Reduces Aluminum Toxicity by Preventing Oxidative Stress in the Roots of Cassia tora L. // Plant Cell Physiol. 2005. V. 46. P. 1915-1923.
58.Yu C.C., Hung K.T., Kao C.H. Nitric Oxide Reduces Cu Toxicity and Cu-Induced NH4+ Accumulation in Rice Leaves // J. Plant Physiol. 2005. V. 162. P. 1319-1330.
59.Singh H.P., Kaur S., Batish D.R., Sharma V.P., Sharma N., Kohli R.K. Nitric Oxide Alleviates Arsenic Toxicity by Reducing Oxidative Damage in the Roots of Rice // Nitric Oxide. 2009. V. 20. P. 289-297.
60.Navarre D.A., Wendehenne D., Durner D. Nitric Oxide Modulates the Activity of Tobacco Aconitase // Plant Physiol. 2000. V. 122. P. 573-582.
61.Graziano M., Lamattina L. Nitric Oxide and Iron in Plants: An Emerging and Converging Story // Trends Plant Sci. 2005. V. 10. P. 4-8.
62.Kolbert Zs., Sahin N., Erdei L. Early Nitric Oxide (NO) Responses to Osmotic Stress in pea, Arabidopsis and Wheat // Acta Biol. Szeged. 2008. V. 52. P. 63-65.
63.Ahlfors R., Brosché M., Kollist H., Kangasjärvi J. Nitric Oxide Modulates Ozone-Induced Cell Death, Hormone Biosynthesis and Gene Expression in Arabidopsis thaliana // Plant J. 2008. V. 58. P. 1-12.
64.Dordas C., Rivoal J., Hill R.D. Plant Hemoglobins, Nitric Oxide and Hypoxic Stress // Ann. Bot. 2003. V. 91. P. 173-178.
65.Hebelstrup K.H., Igamberdiev A.U., Hill R.D. Metabolic Effects of Hemoglobin Gene Expression in Plants // Gene. 2007. V. 398. P. 86-93.
66.Song L., Ding W., Shen J., Zhang Z., Bi Y., Zhang L. Nitric Oxide Mediates Abscisic Acid Induced Thermotolerance in the Calluses from Two Ecotypes of Reed under Heat Stress // Plant Sci. V. 175. 2008. P. 826-832.
67.Hossain K.K., Tokuda G., Itoh, R.D., Yamasaki H. Scavenging of Nitric Oxide Improves Plant Tolerance against High Temperature Stress // Nitric Oxide. 2006. V. 14. P. 27-38.
68.Qian H., Chen W., Li J., Wang J., Zhou Z., Liu W., Fu Z. The Effect of Exogenous Nitric Oxide on Alleviating Herbicide Damage in Chlorella vulgaris // Aquat. Toxicol. 2009. V. 92. P. 250-257.
69.Delledonne M., Zeier J., Marocco A., Lamb C. Signal Interactions between Nitric Oxide and Reactive Oxygen Intermediates in the Plant Hypersensitive Disease Resistance Response // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. V. 98. P. 13 454-13 459.
70.Klessig D.F., Durner J., Noad R., Navarre D.A., Wendehenne D., Kumar D., Zhou J.M., Shali S., Zhang S., Kachroo P., Trifa Y., Pontier D., Lam E., Silva H. Nitric Oxide and Salicylic Acid Signaling in Plant Defense // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V. 97. P. 8849-8855.
71.Zottini M., Costa A., de Michele R., Ruzzene M., Carimi C., Lo Schiavo F. Salicylic Acid Activates Nitric Oxide Synthesis in Arabidopsis // J. Exp. Bot. 2007. V. 58. P. 1397-1405.
72.Laxalt A.M., Raho N., ten Have A., Lamattina L. Nitric Oxide Is Critical for Inducing Phosphatidic Acid Accumulation in Xylanase-Elicited Tomato Cells // J. Biol. Chem. 2007. V. 282. P. 21 160-21 168.
73.Manjunatha G., Raj S.N., Shetty N.P., Shetty S.H. Nitric Oxide Donor Seed Priming Enhances Defense Responses and Induces Resistance against Pearl Millet Downy Mildew Disease // Pest. Biochem. Physiol. 2008. V. 91. P. 1-11.
74.Romero-Puertas M.C., Delledonne M. Nitric Oxide Signaling in Plant(Pathogen Interactions // Life. 2003. V. 55. P. 579-583.
75.Chaki M., Fernаndez-Ocaсa A.M., Valderrama R., Carreras A., Esteban F.J., Luque F., Gуmez-Rodriguez M.V., Begara-Morales J.C., Corpas F.J., Barroso J.B. Involvement of Reactive Nitrogen and Oxygen Species (RNS and ROS) in Sunflower-Mildew Interaction // Plant Cell Physiol. 2009. V. 50. P. 265-279.