УДК 581.1

Дыхательные суперкомплексы растительных митохондрий: структура и возможные функции

© 2014 г. З. Ф. Рахманкулова

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки 

Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН, Москва

Поступила в редакцию 11.02.2014 г.

За последние годы накоплен большой объем информации о структурной организации митохондриальной электрон-транспортной цепи. Показано, что дыхательные комплексы организованы в более сложные динамичные структуры, так называемые суперкомплексы и мегакомплексы, которые определяют более стабильное и эффективное функционирование дыхательной электрон-транспортной цепи. В обзоре рассматриваются структурные и функциональные особенности растительных суперкомплексов и их возможная роль в энергетической адаптации растений к стрессу. Предполагается, что суперкомплексы в растениях являются первым уровнем защиты электрон-транспортной цепи от активных форм кислорода при стрессе, после чего включаются альтернативные дыхательные пути, разобщающие механизмы и другие антиоксидантные системы.

 

-----------------------------

Сокращения: AНТ ‒ AДФ/ATФ-транслокатор, АО ‒ альтернативная оксидаза, СL ‒ кардиолипин, CLS ‒ кардиолипинсинтаза, COX ‒ цитохром с-оксидаза, RSC ‒ суперкомплексы, ETF/ETFQO  флавопротеин/флавопротеин-убихинон оксидоредуктаза, PE ‒ фосфатидилэтаноламин.

Адрес для корреспонденции: Рахманкулова Зульфира Фаузиевна. 127276 Москва, Ботаническая ул., 35. Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН. Электронная почта: Zulfirar@mail.ru

Ключевые слова: растения – дыхание ‒ электрон-транспортная цепь ‒ суперкомплексы ‒ стресс ‒ адаптация

 

ВВедение

Основную массу белков внутренней митохондриальной мембраны составляют компоненты системы транcформации энергии, включающей дыхательную электрон-транспортную цепь (ЭТЦ), Н+-ATФазу и сопряженные с ней переносчики адениновых нуклеотидов и неорганического фосфата. Дыхательная цепь состоит из четырех белковых комплексов, катализирующих парциальные реакции переноса электронов, – НАД·Н-убихинон оксидоредуктазы (комплекс I), сукцинат-убихинон оксидоредуктазы (комплекс II), убихинол-цитохром с-оксидоредуктазы (комплекс III) и цитохром c-О2 оксидоредуктазы (комплекс IV). Вместе с Н+-АТФазой (комплексом V) они занимают значительную часть поверхности внутренней митохондриальной мембраны.

Считается, что структура и функции растительных дыхательных комплексов подобны таковым у гетеротрофных эукариот [1]. Все пять комплексов состоят из субъединиц, большинство которых гомологичны соответствующим компонентам белковых комплексов дрожжей или млекопитающих [2]. Однако у растений имеются некоторые специфические субъединицы, которые в некоторых случаях приводят к функциональным особенностям. Анализ комплекса I у Arabidopsis показывает, что более 30% субъединиц являются специфическими для растений [3]. Например, частью мембранной “руки” растительного комплекса I являются так называемый γ-карбоангидразный структурный модуль и L-галактоно-1,4-лактондегидрогеназа, которая в то же время представляет собой терминальный фермент митохондриального пути биосинтеза аскорбиновой кислоты [4]. Кроме того, комплексы II, III и IV включают некоторые специфичные для растений субъединицы, на сегодняшний день мало изученные и, как предполагается, связанные с дополнительными функциями этих дыхательных комплексов [5, 6].

Функциональные особенности митохондриального дыхания у автотрофных организмов связаны также с тем, что в растениях в поддержании окислительно-восстановительного и энергетического баланса клетки участвуют помимо митохондрий пластиды [79]. При этом существенное влияние на энергетику клетки оказывает фотодыхание, которое, синхронизируя работу основных энерготрансформирующих процессов в растительной клетке, играет большую роль при ответе на абиотический стресс, в том числе за счет минимизации образования активных форм кислорода (АФК) [810]. Показана связь фотодыхания с дыхательной ЭТЦ через НАД·Н, образующийся при участии глициндекарбоксилазы в митохондриях. Причем при поступлении фотодыхательного восстановителя в дыхательную цепь в ней активно задействуются альтернативные пути переноса электронов, такие как альтернативная оксидаза и внутренние ротенон-нечувствительные НАД(Ф)Н-дегидрогеназы [11].

Альтернативные пути переноса электронов также являются характерной особенностью растительных митохондрий, обеспечивая высокую пластичность и надежность дыхательного метаболизма [12]. Как известно, эти ферменты принимают участие в транспорте электронов, но не в создании протонного градиента на внутренней митохондриальной мембране и выполняют в основном диссипативную функцию, имеющую особое значение в стрессовых ситуациях [13, 14]. Структурно эти ферменты не являются частью мультиферментных комплексов, а существуют в виде мономеров или гомодимеров [15]. В отличие от классических дыхательных комплексов, которые включают в себя субъединицы ядерного и митохондриального кодирования, альтернативные переносчики электронов кодируются ядерным геномом [1].

В последние годы в растениях были обнаружены еще несколько дополнительных доноров электронов в дыхательной ЭТЦ. Их нельзя отнести к характерным особенностям растительных митохондрий, поскольку гомологичные комплексы имеются в митохондриях дрожжей и животных. Как показано на растительных объектах, эти системы принимают участие в редокс-регуляции энергетического обмена в нормальных и стрессовых условиях. Во-первых, это система ETF/ETFQO (флавопротеин/флавопротеин-убихинон оксидоредуктаза), участвующая в окислении жирных кислот и различных аминокислот [12]. Впервые этот путь был обнаружен у растений в 2005 г. [16]. Позже в опытах с Arabidopsis установили, что окислительный стресс индуцирует экспрессию генов ETF/ETFQO [17], а дефицит этого фермента снижает устойчивость ко многим видам стресса [18]. Во-вторых, установлено, что наряду с внешними, альтернативными дегидрогеназами, цитозольный НАД·H в растениях может передавать электроны непосредственно к митохондриальной ЭТЦ через глицерин-3-фосфат-дегидрогеназный цикл. На растениях арабидопсиса показано, что НАД·H участвует в поддержании цитозольного редокс-статуса и предотвращает подавление гликолиза высоким отношением НАД·Н/НАД [12, 19].

Идея о том, что дыхательные ферменты ЭТЦ объединены в более крупные структурные образования, т.е. суперкомплексы (RSC), не нова [20]. Еще в 1955 г. Chance и Williams [21] предположили, что дыхательные ферменты существуют как функциональная дыхательная единица. Однако дальнейшие исследования показали, что выделенные отдельные дыхательные комплексы обладают биохимической активностью [22]. При этом процесс переноса электронов между различными комплексами обеспечивается столкновением и взаимодействием небольших связующих молекул, таких как цитохром с и убихинон [23, 24], и следовательно дыхательные ферменты не находятся в тесном контакте друг с другом. Полученные данные способствовали формированию так называемой “жидкостной модели” (fluid-state model), которая основывается на том, что все индивидуальные белковые комплексы ЭТЦ могут быть очищены до гомогенного состояния в ферментативно активной форме. При этом постулируется, что дыхательные комплексы цепи диффузно расположены в мембране и что перенос электронов осуществляется на основе случайного столкновения отдельных комплексов.

Однако представления об общей организации пяти основных комплексов, которые в совокупности образуют цепь окислительного фосфорилирования и осуществляют синтез АТФ, со временем менялись. В противовес существующей возникла другая модель, так называемая “solid-state model”, предполагающая твердое стабильное взаимодействие между дыхательными комплексами внутри RSC [25]. Эта модель теперь поддерживается большим числом экспериментальных данных, полученных на дрожжах, растительных и животных объектах [26], которые можно рассматривать как доказательства наличия суперкомплексов. Так, применительно к растениям можно привести следующие доказательства.

1. Выделены интактные дыхательные RSC из митохондриальной фракции клеток растений арабидопсиса, картофеля, фасоли и ячменя с помощью голубого нативного полиакриламидного гель-электрофореза (BN-PAGE) [5].

2. Суперкомплексы функционально активны. RSC, состоящие из комплексов I + III + IV, так называемые “респирасомы”, могут автономно осуществлять дыхание в присутствии убихинона и цитохрома с (измерено по поглощению кислорода с помощью электрода Кларка) [27]. При этом интенсивность поглощения кислорода изолированными митохондриями, выделенными из клеток растений картофеля, коррелирует с количеством RSC [28].

3. С помощью электронной микроскопии с высоким разрешением на митохондриальных мембранных структурах Arabidopsis и водоросли Polytomella показано, что отдельные дыхательные комплексы взаимодействуют внутри изолированного дыхательного суперкомплекса I + III2 и димера АТФ-синтазы [26, 29, 30].

Таким образом, существует ряд доказательств того, что растительные дыхательные комплексы I, III, IV, а также H+-ATФаза и функционально связанные с ними белки формируют во внутренней митохондриальной мембране еще более сложные структуры, или суперкомплексы (RSC).

Исключение составляет комплекс II (сукцинатдегидрогеназа), который не является частью одного из RSC дыхательной цепи. Возможно, это связано с особенностями строения данного комплекса; как известно, он также участвует в цикле лимонной кислоты. Хотя следует отметить, что имеется публикация, в которой сообщается о выявлении с помощью BN-PAGE в митохондриальной ЭТЦ мыши комплекса II в составе RSC [26]. Альтернативные оксидоредуктазы растительной дыхательной цепи напрямую также не связаны с RSC. Тем не менее, возможно, что формирование RSC косвенно регулирует активность альтернативных дыхательных путей [28].

Известно, что при разных видах абиотического стресса происходит интенсивное образование активных форм кислорода (АФК) [31]. Одним из основных мест образования АФК в растениях, помимо хлоропластов и пероксисом, является дыхательная ЭТЦ митохондрий. В то же время митохондрии имеют многоуровневую систему защиты от окислительного стресса, включающую антиоксидантные системы и альтернативные дыхательные пути [32].

В настоящей работе обобщена информация о структурных и функциональных особенностях растительных RSC и проанализирована их связь с адаптивными механизмами, включающими альтернативные дыхательные пути и про/антиоксидантные системы митохондрий.

 

Структура суперкомплексов и основные методы их изучения

Универсальный способ идентификации суперкомплексов во фракции внутренних митохондриальных мембран состоит в их солюбилизации детергентами с последующими вариантами электрофореза в полиакриламидном геле в неденатурирующих условиях: BN-PAGE, 2D BN-PAGE, а также SDS-PAGE. Такой подход позволяет не только выявить размеры фрагментов внутренней мембраны, но и их состав (при наличии подходящего метода идентификации индивидуальных белков, например, иммуноблоттинга и N-концевого секвенирования) [1, 33].

Структура достаточно стабильных RSC может быть исследована с помощью электронной микроскопии. Для этого изолированные митохондрии обрабатывают неионными детергентами, после чего RSC разделяют ультрацентрифугированием в градиенте плотности сахарозы. Отобранные фракции используют для электронно-микроскопического анализа [29, 30, 34].

Растительные RSC респирасом могут состоять из димера одного комплекса, например V2, из различных комбинаций двух комплексов, таких как I + III2, I2 + III4, III2 + IV1-2, или из трех комплексов I, III и IV. Как правило, это следующие комбинации: I + III2 + IV14 [28]. Недавно в митохондриях растений двух видов бамбука были обнаружены RSC, состоящие из I + F1 [35]. На рисунке 1 представлены различные варианты RSC, обнаруженные в растениях. Следует отметить, что помимо ассоциаций дыхательных комплексов, в RSC внутренней мембраны митохондрий значительное количество комплексов IV существует в виде отдельных структур (рис. 1).

Первым и наиболее хорошо изученным RSC у растений является RSC I + III2. Он был исследован при помощи BN-PAGE на растениях арабидопсиса, ячменя, фасоли, картофеля [5], шпината [36], табака [37], гороха [38] и т.д. В этом RSC дыхательный комплекс I образует стабильную ассоциацию с димером комплекса III (рис. 2). В зависимости от вида растений в состав этого RSC входит от 50 до 90% комплекса I [5].

L-образный комплекс I включает в себя мембранно-связанную гидрофобную часть, так называемую мембранную “руку”, и гидрофильную периферическую “руку”, состоящую из НАД·H-оксидазной и связующей субъединиц. НАД·H-оксидазная субъединица обнаружена в растениях и водорослях, но отсутствует в цианобактериях [39]. Второй гидрофильный выступ прочно фиксируется на центральной части комплекса. Он был обозначен как гетеротример γ-карбоангидразы и установлен только в растениях Arabidopsis и в водоросли Polytomella [34], но не в цианобактериях [39]. Небольшая структура в межмембранном пространстве специфична только для Arabidopsis и Polytomella [34]. Комплекс III соединяется с мембранно-связанной “рукой” комплекса I в основном через его встроенную в мембрану часть (рис. 2) [1]. Кроме этого, имеется также RSC I2 + III4, но в гораздо меньшем количестве [5].

Суперкомплекс III2 + IV1-2 представляет собой комплекс III2, связанный с одним или двумя комплексами IV; он был описан для растений картофеля [28], шпината [36], спаржи [1]. С помощью рентгеновской кристаллографии показано, что мономерные комплексы цитохром с-оксидазы (COX) прикрепляются к димерному комплексу III с двух противоположных сторон. Ассоциация комплексов III и IV зависит от наличия кардиолипина во внутренней митохондриальной мембране [26, 40, 41]. Установлено, что мономерный комплекс IV имеет две различные формы: комплекс IVa и IVb (в Arabidopsis их мол. м. составляет примерно 300 и 220 кД соответственно). Комплекс IVa содержит по крайней мере одну дополнительную субъединицу, гомологичную белку Cox6b млекопитающих и дрожжей [5]. В различные варианты RSC входит именно форма IVa [28]. Количественное соотношение комплексов IVa и IVb видоспецифично. Так, показано, что бóльшую часть у Arabidopsis составляет комплекс IVb [42], у картофеля  комплекс IVa [28], у бамбука этих комплексов было поровну [35].

С помощью техники двумерного BN-PAGE (2D BN-PAGE), SDS-PAGE и криоэлектронной микроскопии удалось установить стехиометрию комплексов I, III и IV и показать, что они могут непосредственно взаимодействовать друг с другом, образуя RSC состава I1 + III2 + IV1–4 или респирасомы. Согласно данным электронной микроскопии, полученным методом негативного контрастирования, препараты респирасом выглядят, как частицы треугольной формы с длинной стороной 30–33 нм [1]. В основе этих частиц, по-видимому, лежит комплекс I в виде L-образной конструкции, где он сопряжен с комплексами III и IV (общая мол. м. составляет 1500–1750 кД). Респирасомы дрожжей и животных клеток достаточно давно и хорошо изучены и считаются основной функциональной единицей дыхания [28]. Растительные респирасомы обнаружены в клубнях картофеля [5], листьях шпината [36] и подсолнечника [43]. В то же время в ряде работ показано отсутствие респирасом у некоторых растений, например, в молодых побегах бамбука [35] и листьях Arabidopsis [42]. Противоречивые данные, вероятно, связаны с большей лабильностью растительных RSC и, как следствие, с методическими трудностями их выделения и изучения [36].

В результате исследования респирасом (из растительных и животных объектов) были сформулированы представления об их функциональной активности: (1) респирасомы не образуются, когда один компонент комплекса отсутствует; (2) существует временной разрыв между формированием индивидуального комплекса и его вхождением в состав RSC; (3) некоторые респирасомы содержат КоQ и цитохром с; (4) изолированные респирасомы могут передавать электроны от НАД·Н к O2 [27].

Растительные ЭТЦ отличаются от ЭТЦ животных по частоте встречаемости различных типов RSC. На митохондриях из молодых корневищ бамбука показано, что 90% от общего количества комплекса I собрано в RSC [35], а у Arabidopsis – в основном на комплекс I + III2 RSC [5]. В то же время в митохондриях млекопитающих комплекс I в основном входит в состав респирасом [44, 45]. В митохондриях бамбука в RSC включено примерно 50% комплекса III и 75% комплекса V [35]. В митохондриях клубней и стеблей картофеля комплекс IV в значительно меньшей степени включен в состав RSC, т.е. до 90% он представлен в мономерной форме [28], тогда как на митохондриях зеленых листьев шпината показано, что в состав респирасом входит значительная часть комплекса IV [36].

Суперкомплекс V2, или димер АТФ-синтазы, был впервые обнаружен в митохондриях дрожжей с помощью BN/SDS-PAGE [46]. Позже димерные АТФ-синтазы были изучены на Arabidopsis [5, 28]. Для наибольшей стабилизации этих RSC при обработке митохондриальных мембран используют низкую концентрацию Тритона Х-100, так как по сравнению с RSC I + III2 димерная АТФ-синтаза высших растений является более хрупкой структурой, поэтому в некоторых работах ее обнаружить не удалось, и АТФ-синтаза представлена только мономерами [35]. С помощью электронной микроскопии с высоким разрешением на Polytomella было установлено, что при образовании димеров мономеры АТФ-синтазы взаимодействуют в основном в области мембранно-связанного F0 домена, хотя позже было показано, что и F1 принимает участие в соединении мономеров. Установлено, что в растительных митохондриях угол между длинными осями двух мономеров составляет около 70°. В противоположность этому в животных клетках этот угол равен 40°, а в дрожжах – либо 40°, либо 90° [47]. АТФ-синтазные RSC включают три димер-специфичные белковые минорные субъединицы е, g и k [48] (рис. 3). Нарушение ядерного гена, кодирующего субъединицу g, привело к отсутствию димеров, что указывает на важную роль этого белка в сборке и стабильности данного RSC. Ультраструктурные исследования мутантных дрожжевых клеток позволили предположить, что димеризация АТФ-синтазы имеет важное значение для формирования крист во внутренней мембране митохондрий [49, 50]. На Polytomella было показано, что действительно взаимодействие мономеров АТФ-синтазы и формирование димера является причиной локального изгиба внутренней митохондриальной мембраны (рис. 4). Тот факт, что изолированные димеры сохраняют свою форму, указывает на их активную роль в формировании крист [51, 52].

Функциональной и структурной единицей АТФ-синтазного комплекса является так называемая АТФ-синтасома, т.е. суперкомплекс, включающий H+-ATФазу, переносчик адениновых нуклеотидов (AНТ) и переносчик неорганического фосфата (PIC), со стехиометрией 1 : 1 : 1. По данным электронной микроскопии, в RSC отчетливо выделяются три структурных элемента: классическая “головка”, центральная ножка и базовое основание. При этом АНТ и PIC располагаются асимметрично базовой ножке ATФ-синтетазы [53].

Суперкомплексы – не самый высокий уровень организации ЭТЦ и АТФ-синтетаз. Установлено, что RSC могут быть организованы в еще более крупные структуры, так называемые мегакомплексы [50]. Это может быть сеть, построенная из отдельных респирасом, пронизывающая внутреннюю митохондриальную мембрану или линейные структуры, так называемые дыхательные “цепи” [1, 26, 50]. Наиболее ярким примером такого мегакомплекса является АТФ-синтаза, которая в водорослях, дрожжах и клетках животных образует длинные олигомерные структуры (рис. 4б) [5456]. В митохондриях высших растений (показано на Arabidopsis) присутствуют только мономеры и димеры АТФ-синтазы (рис. 4a) [53]. На водоросли Polytomella с помощью двухосевой криоэлектронной томографии показано, что димеры АТФ-синтазы образуют олигомерные структуры, которые располагаются вдоль крист с интервалом 12 нм. Они настолько плотно упакованы, что возникает вопрос о локализации других суперкомплексов. Считается, что остальные RSC в Polytomella присутствуют в меньшем количестве и расположены между рядами АТФ-синтазы и/или в менее изогнутой части внутренней мембраны. Окончательный ответ на этот вопрос требует дальнейших исследований [50].

Другим примером мегакомплексов является “цепь” из респирасом. Предполагается, что при этом респирасомы могут быть связаны с RSC III2 + IV4 [57]. Данные, полученные на митохондриях картофеля при помощи электронной микроскопии, позволяют предположить, что основной единицей растительных мегакомплексов являются повторяющиеся структуры I2 + III2 + IV2 (рис. 5) [58], а также RSC III2 +IV4 [28].

Рассмотрим факторы, влияющие на образование и стабильность RSC. В первую очередь, это кардиолипин (СL)  фосфолипид внутренней митохондриальной мембраны, который впервые был обнаружен в мембране клеток животных еще 1967 г. [59]. Было показано, что его дефицит приводит к метаболическим расстройствам и ряду тяжелых заболеваний: кардиомиопатии, скелетной миопатии и нейтропении [60]. В ходе дальнейших исследований было установлено, что нехватка кардиолипина сопровождается падением мембранного потенциала, снижением синтеза АТФ и в целом митохондриальной функции [61]. В 1974 г. Скулачев [62] предположил возможность участия CL во взаимосвязи компонентов дыхательной цепи. Данное предположение позже получило экспериментальное подтверждение.

У эукариот последний шаг синтеза CL катализируется кардиолипинсинтазой (CLS), кодируемой единственной копией гена. C помощью мутанта Arabidopsis по CLS было показано, что этот фермент имеет решающее значение для нормальной митохондриальной ультраструктуры, полноценного функционирования и развития митохондрий как в оптимальных, так и стрессовых условиях (при УФ-излучении, тепловом шоке) [63].

На дрожжах Saccharomyces cerevisiae показано, что отсутствие CL приводит к дестабилизации RSC дыхательной цепи, снижению активности COX и уменьшению мембранного потенциала [64]. В данной работе авторы исследовали еще один фосфолипид  фосфатидилэтаноламин (PE)  и установили, что хотя дефицит PE не дестабилизирует работу дыхательной цепи, как СL, но способствует формированию RSC между цитохромом bc1 и цитохром с-oксидазой, т.е. образованию RSC III2 + IV1-2. Таким образом, показано, что кардиолипин и PE во внутренней мембране митохондрий обеспечивают сохранение стабильности RSC и поддержание эффективного переноса электронов между различными комплексами.

В формировании и стабилизации RSC также принимают участие белки определенных классов. Следует отметить, что у высших растений они изучены недостаточно. На дрожжах было показано, что белки Rcf1 и Rcf2 (respiratory supercomplex factor 1), которые являются членами консервативного протеинового семейства гипоксия-индуцированного гена 1 (Hig1), обеспечивают связь bc1-COX в RSC III2 + IV1-2. Установлено, что их совместное присутствие требуется для оптимальной активности фермента COX и правильной сборки данного RSC. Кроме того, показана функциональная связь Rcf1 и транслокатора АДФ/ATФ (АНТ). Недостаток этих белков сказывается на уровне RSC III2 + IV1-2 и может привести к митохондриальной дисфункции [65] и окислительному стрессу [66]. На животных объектах было показано, что в формировании RSC III2 + IV1-2 участвуют также белки Cox7a2l (cytochrome c oxidase subunit VIIa polypeptide 2-like), позже они были переименованы в фактор объединения суперкомплексов I (supercomplex assembly factor I, или SCAFI) [67].

Транслокатор АДФ/ATФ (АНТ) является мультикомпонентным белком, присутствует во внутренней митохондриальной мембране и обеспечивает перенос АТФ через мембраны митохондрий. Удаление этих белков из клеток дрожжей приводит к летальности. Предполагается, что АНТ белки имеют еще и другие клеточные функции кроме транспорта ATФ/АДФ [68]. С использованием 2D-электрофореза было показано, что АНТ взаимодействует с RSC III2 + IV2, и дефицит АНТ приводит к снижению уровня этого RSC [69]. 

Локализация дегидринов  белков, накапливающихся в растениях в ответ на действие различных стрессов, в том числе в RSC дыхательной цепи митохондрий проростков гороха при гипотермии, позволяет предполагать вовлеченность этих защитных белков в стабилизацию супермолекулярных структур растительных митохондрий при неблагоприятных условиях [70].

 

Функциональная роль суперкомплексов

С момента обнаружения суперкомплексов обсуждается их функциональная роль для дыхательного транспорта электронов. И хотя до сих пор роль RSC до конца не ясна, на сегодняшний день можно предположить следующие присущие им функции.

1. RSC могут влиять на структуру мембран и усиливать плотность упаковки белков внутри мембраны [66, 71], тем самым способствуя повышению стабильности отдельных комплексов ЭТЦ и цепи в целом [27, 72, 73]. Например, на мутированных клетках человека показано, что комплекс I является необходимым для формирования комплекса III, и с другой стороны, отсутствие комплекса III приводит к потере комплекса I [74, 75]. Кроме того, в ряде статей на животных клетках приводятся доказательства того, что для стабильности комплекса I необходимы комплексы IV [72] и III2 [76]. Особую роль в сохранении стабильности ЭТЦ играют факторы, участвующие в образовании RSC, это фосфолипиды кардиолипин и фосфатидилэтаноламин, белки Rcf1 и Rcf2, Cox7a2l (или SCAFI), транслокатор АДФ/ATФ (АНТ), дегидрины и т.д.

2. Электроны могут быть эффективно канализированы между реактивными сайтами комплексов внутри RSC [45]. Наличие в мембране, кроме одиноких комплексов, еще и суперкомплексов, дает электронам новые возможности для транспорта, увеличивая пластичность, гибкость и надежность функционирования ЭТЦ в целом. Эта электрон-канализированная модель поддерживается 3D структурным анализом, проведенным на RSC растений [29], дрожжей [77] и животных [78], который показал, что сайты связывания для переносчиков электронов убихинона и цитохрома с в пределах комплексов I + III или III + IV находятся в относительной близости друг от друга. По данным других авторов, убихинон и цитохром с могут входить в состав RSC. Например, респирасома как функциональная единица может автономно осуществлять дыхание в присутствии убихинона и цитохрома с [27] и, как известно, интенсивность поглощения кислорода изолированными митохондриями коррелирует с количеством RSC [28].

Тем не менее, есть и другая точка зрения, основанная на кинетических исследованиях транспорта электронов на животных объектах, согласно которой данная функция RSC является спорной, поскольку, по мнению авторов, транспорт электронов в значительной степени зависит от условий проведения экспериментов [79].

Сравнительный анализ жидкостной и твердотельной моделей организации RSC позволил некоторым исследователям прийти к выводу о существовании промежуточного варианта организации ЭТЦ, совмещающего наличие свободно плавающих одиночных комплексов и RSC. Причем их взаимосвязанное функционирование может изменяться при стрессе, например, за счет распада некоторых RSC [73]. Эта модель получила название пластической [27] или интегральной [25]. Такой подход позволяет более полно объяснить имеющиеся противоречивые экспериментальные данные.

3. Димеры АТФ-синтазы имеют особое значение для формирования структуры внутренней митохондриальной мембраны. Димеризация приводит к ее локальной кривизне и образованию мембранных крист. Ультраструктурные исследования, проведенные на мутантных дрожжевых клетках, характеризующихся отсутствием специфических, связанных с формированием димеров АТФ-синтазы, субъединиц e и g (рис. 3), показали, что у этих клеток формируется особая морфология внутренней мембраны, не имеющая складок [48, 49]. Кроме того, на митохондриях млекопитающих установлено, что олигомеризация АТФ-синтаз, т.е. организация димеров в длинные “цепи” не только формирует митохондриальные кристы, но и может выступать в качестве протонных ловушек и тем самым способствовать усилению локального протонного градиента, необходимого для синтеза АТФ. Таким образом, АТФ-синтазы влияют не только на структуру митохондрий, но и участвуют в оптимизации их деятельности [56].

4. Одной из важнейших функций RSC дыхательной цепи митохондрий в норме и при стрессе является ограничение образования активных форм кислорода (АФК) [26, 71]. Бóльшая часть этих исследований проведена на дрожжах и животных клетках, тогда как на растениях антиоксидантная роль RSC изучена крайне недостаточно. Известно, что некоторые дыхательные комплексы ЭТЦ способны к образованию АФК в нормальных и стрессовых условиях. В первую очередь, это комплексы I и III [80]. Показано, что стабильные структуры суперкомплексов являются фактором, влияющим на снижение образования АФК. Белок Rcf1, участвующий в стабилизации RSC III2 + IV2 и обеспечивающий более эффективный перенос электронов между комплексами III и IV при участии цитохрома с, ограничивает тем самым образование АФК [66, 71]. Дефицит же генов RCF1 сопровождается увеличением митохондриального окислительного стресса [66]. На животных клетках установлено, что нарушение связи между комплексами в RSC I + III2 приводит к увеличению образования АФК в комплексе I [81]. С другой стороны, образование АФК при стрессе вызывает перекисное окисление липидов мембран и нарушение организации самих RSC и это, в свою очередь, приводит к дестабилизации комплекса I и усиленной генерации АФК [82].

5. Наконец в растениях организация дыхательных комплексов в RSC может влиять на направление потока электронов по различным альтернативным путям митохондриальной цепи переноса электронов, таким как НАД(Ф)Н-дегидрогеназы II типа или альтернативная оксидаза (AO) [28]. Подобное перераспределение потоков может играть важную роль в тонкой настройке энергетического метаболизма и в образовании АТФ, что особенно важно при изменении условий окружающей среды [73, 83]. Кроме того, существует мнение, что альтернативные пути являются первым уровнем защиты от окислительного стресса [32].

На митохондриях A. thaliana, картофеля, бобов и ячменя было установлено, что независимо от внешних условий альтернативные оксидоредуктазы растительной ЭТЦ структурно не связаны с RSC и не входят в их состав [5]. Тем не менее, формирование RSC, возможно, косвенно регулирует активность альтернативных дыхательных путей в растительных митохондриях на основе “электронного канализирования”. Так, например, показано, что образование RSC I + III2 ограничивает доступ альтернативной оксидазы к убихинолу и таким образом может регулировать альтернативное дыхание [5]. На картофеле и табаке [73] было установлено, что при гипоксии и низком pH происходит диссоциация комплекса I от суперкомплексов, что может являться регуляторным механизмом вовлечения альтернативных НАД(Ф)H-дегидрогеназ, которые, как известно, активируются низкими значениями pH. Эти же условия ингибируют активность ферментов комплекса I [73, 84]. Рекомбинация комплексов ЭТЦ сопровождалась изменением их активности. Так, при длительной гипоксии происходило накопление органических кислот, подкисление клеток усиливало диссоциацию RSC. В результате активность комплекса I внутри RSC уменьшалась, а деятельность отдельных комплексов I (мономеров) увеличивалась. Одновременно с этим наблюдалось повышение активности комплекса IV, в том числе и в RSC, которые не содержат комплекс I.

Предполагается, что повышение активности RSC III + IV может быть объяснено диссоциацией комплекса I из больших RSC. Возможно, что данные процессы являются частью механизма регулирования альтернативных НАД(Ф)Н-дегидрогеназ. Причем во время восстановления после гипоксического стресса активность комплекса IV в RSC вернулась на исходный уровень [73]. Итак, было показано, что RSC не являются статическими структурами, и происходит обратимая динамическая рекомбинация отдельных дыхательных комплексов в RSC, т.е. их распределение и функционирование может изменяться в зависимости от конкретных условий окружающей среды и это, в свою очередь, может влиять на активность альтернативных путей [73].

Заслуживающие внимания данные были получены при изучении взаимосвязи RSC и альтернативных путей на термогенных растениях Arum maculatum, которые, как известно, имеют очень активную AO, необходимую для производства тепловой энергии. Была обнаружена особая организация дыхательной цепи в А. maculatum, которая существенно отличается от описанной ранее у Arabidopsis, а именно: а) комплекс I не присутствовал в мономерной форме, а был исключительно в составе RSC I + III2; б) RSC III2 +IV и I + III2 +IV обнаружены, но в небольшом количестве; в) комплекс II был представлен в меньшем количестве, чем у Arabidopsis, и г) комплекс IV в основном присутствовал в виде мономера. Таким образом, поскольку в термогенных тканях А. maculatum обнаружили высокую активность AO и большое количество RSC I + III2, был сделан вывод, что появление суперкомплексов не влияло на активность альтернативной оксидазы у этих растений [85].

Обобщая представленные данные, можно сделать вывод, что RSC могут участвовать в регуляции альтернативных путей, активация которых носит адаптивный характер и связана с изменением внешних условий (гипоксией, pH), но, по-видимому, это не распространяется на термогенные растения.

 

Возможные функции суперкомплексов 

в растительных митохондриях при стрессе

Итак, митохондриальные ЭТЦ в фототрофных и гетеротрофных растительных тканях имеют большое количество RSC и респирасом [36]. Причем in vivo респирасом (а может быть и более крупных олигомерных структур) может быть гораздо больше, так как возможны потери в процессе солюбилизации детергентами, что объясняется методическими трудностями при их выделении, связанными с особенностями растительных объектов [33]. При исследовании влияния внешних неблагоприятных факторов на количество функционально активных RSC удалось установить, что при стрессе количество суперкомплексов и респирасом существенно снижалось, например, в митохондриях клубней картофеля в условиях гипоксии и кислого pH [73]. Но в то же время показано, что при адаптации растений бамбука к низким температурам [35] или проростков риса к нормальным условиям после 6-дневной аноксии [86] количество RSC возрастало. Таким образом, респирасомы – это функциональные единицы [27] эффективного, экономного дыхания, присущие растениям в нормальных условиях обитания, количество которых при неблагоприятных условиях сильно снижается, а после адаптации возвращается на прежний уровень.

Известно, что при стрессе основными продуцентами АФК в митохондриях являются дыхательные комплексы I и III, а противодействует окислительному стрессу многоуровневая система антиоксидантной защиты [32]. На первом уровне противодействие образованию АФК оказывают АО, альтернативные НАД(Ф)Н-дегидрогеназы, разобщающие белки и т.д. Если этих механизмов недостаточно, то включается второй уровень защиты и в детоксикации излишков АФК принимают участие антиоксидантные ферменты и низкомолекулярные соединения. На третьем уровне происходит репарация АФК-опосредованных повреждений жирных кислот, белков, ДНК и т.д. [32].

В то же время показано, что одной из важнейших функций респирасом и суперкомплексов является ограничение образования АФК [71] при участии кардиолипина и белка Rcf1, стабилизирующих структуру и обеспечивающих более эффективный перенос электронов в RSC I + III2 [81] и III2 + IV2 [66]. Кроме того, установлено, что RSC могут ограничивать направление потока электронов по различным альтернативным путям. Однако при длительном действии неблагоприятных факторов происходит процесс диссоциации респирасом, который, возможно, участвует в механизме активации альтернативных дегидрогеназ [73], значение которых особенно возрастает в стрессовых условиях. Можно предположить, что RSC как динамичные структуры принимают участие в адаптации растений к стрессу. При незначительных нарушениях они стабилизируют структуру ЭТЦ и поддерживают про/антиоксидантный баланс в митохондриях (протекторная и антиоксидантная функции), а при более длительных стрессовых воздействиях распадаются, активируя при этом альтернативные пути (регуляторная функция).

Таким образом, исходя из концепции Moller [32] о многоуровневой системе защиты митохондрий от окислительного стресса, можно высказать предположение, что именно суперкомплексы являются самым первым уровнем антиоксидантной защиты при стрессе, после чего включаются альтернативные дыхательные пути, разобщающие механизмы и другие антиоксидантные системы.

 

Перспективы дальнейших исследований

Несмотря на большое количество работ, появившихся в последнее десятилетие, следует отметить, что в основном они касаются исследований RSC, проведенных на дрожжах и животных клетках. Это, в первую очередь, биомедицинские исследования, направленные на изучение митохондриальной дисфункции, которые приводят к сердечным миопатиям и нейродегенеративным расстройствам и, как показано, связаны со структурными и функциональными нарушениями RSC при разных видах стресса [20]. 

Изучению структуры растительных RSC посвящен ряд экспериментальных работ и обзоров [1, 26, 47]. Однако в них недостаточно полно освещены особенности функционирования и регуляции RSC в нормальных и стрессовых условиях. В то же время известно, что растения имеют характерные особенности и в структуре ЭТЦ (более разветвленная, чем у животных), и в ее регуляции, и в выполняемых функциях. Так, у растений на дыхательную ЭТЦ и RSC оказывает влияние фотосинтез посредством механизмов редокс-регуляции через фотодыхательные пути. Поэтому изучение структуры и функций дыхательных RSC в фотоавтотрофных тканях при неблагоприятных условиях является предметом дальнейших исследований.

На сегодняшний день мало исследована связь между RSC и АО [85], альтернативными дегидрогеназами [73] и совсем не исследовано влияние RSC на распределение потоков электронов по флавопротеин-убихинон-оксидоредуктазному (ETFQO) и глицеролфосфатному путям [12].

На дрожжах и животных клетках показано, что одной из их основных функций RSC является ограничение продукции АФК, и в одном из таких механизмов участвует Rcf1 – белок, стабилизирующий RSC III2 + IV2. На растениях эти вопросы мало исследованы.

Очень перспективны будущие исследования структуры отдельных RSC с полной расшифровкой на атомном уровне взаимодействия их субъединиц и потоков электронов с использованием рентгеновской кристаллографии или одночастичной криоэлектронной микроскопии [26]. Перспективно также изучение мегакомплексов дыхательной ЭТЦ в растительной клетке с помощью криоэлектронной томографии, атомно-силовой микроскопии в водном растворе и других современных экспериментальных подходов.

Список литературы

1.Dudkina N.V., Heinemeyer J., Sunderhaus S., Boekema E.J., Braun H.P. Respiratory chain supercomplexes in the plant mitochondrial membrane // Trends Plant Sci. 2006. V. 11. P. 232–240.

2.Vedel F., Lalanne E., Sabar M., Chetrit P., de Paepe R. The mitochondrial respiratory chain and ATP synthase complexes: composition, structure and mutational studies // Plant Physiol. Biochem. 1999. V. 37. P. 629–643.

3.Peters K., Belt K., Braun H.-P. 3D gel map of Arabidopsis complex I // Front. Plant Sci. Plant Proteomics. 2013. V. 4: 153.

4.Meyer E.H. Proteomic investigations of complex I composition: how to define a subunit? // Front. Plant Sci. Plant Proteomics. 2012. V. 3: 106.

5.Eubel H., Jänsch L., Braun H.P. New insights into the respiratory chain of plant mitochondria: supercomplexes and a unique composition of complex II // Plant Physiol. 2003. V. 133. P. 274–286.

6.Millar A.H., Eubel H., Jänsch L., Kruft V., Heazlewood J.L., Braun H.P. Mitochondrial cytochrome c oxidase and succinate dehydrogenase contain plant-specific subunits // Plant Mol. Biol. 2004. V. 56. P. 77–90.

7.Dutilleul C., Garmier M., Noctor G., Mathieu C., Chétrit P., Foyer C.H., de Paepe R. Leaf mitochondria modulate whole cell redox homeostasis, set antioxidant capacity, and determine stress resistance through altered signaling and diurnal regulation // Plant Cell. 2003. V. 15. P. 1212–1226.

8.Foyer C.H., Noctor G. Redox regulation in photosynthetic organisms: signaling, acclimation, and practical implications // Antioxid. Redox Signal. 2009. V. 11. P. 861–905.

9.Рахманкулова З.Ф. Уровни регуляции энергетического обмена в растениях // Вестн. Башкир. ун-та. 2009. Т. 14. С. 1141–1154.

10.Peterhänsel C., Horst I., Niessen M., Blume C., Kebeish R., Kürkcüoglu S., Kreuzaler F. Photorespiration // The Arabidopsis Book. 2010. V. 8. P. 1–24.

11.Fernie A.R., Carrari F., Sweetlove L.J. Respiratory metabolism: glycolysis, the TCA cycle and mitochondrial electron transport // Curr. Opin. Plant Biol. 2004. V. 7. P. 254–261.

12.Van Dongen J.T., Gupta K.J., Ramirez-Aguilar S.J., Araujo W.L., Nunes-Nesi A., Fernie A.R. Regulation of respiration in plants: a role for alternative metabolic pathways // J. Plant Physiol. 2011. V. 168. P. 1434–1443.

13.Шугаев А.Г. Альтернативная CN-резистентная оксидаза митохондрий растений: структурная организация, механизмы регуляции активности, возможная физиологическая роль // Физиология растений. 1999. Т. 46. С. 307–320.

14.Рахманкулова З.Ф., Федяев В.В., Подашевка А.B., Усманов И.Ю. Альтернативные пути дыхания и вторичный метаболизм у растений с разными типами адаптивных стратегий при дефиците элементов минерального питания // Физиология растений. 2003. Т. 50. С. 231–237.

15.Juszczuk I.M., Rychter A.M. Alternative oxidase in higher plants // Acta Biochim. Pol. 2003. V. 50. P. 1257–1271.

16.Heazlewood J.L., Millar A.H. AMPDB: the Arabidopsis mitochondrial protein database // Nucleic Acids Res. 2005. V. 33. P. 605–610.

17. Lehmann M., Schwarzlander M., Obata T., Sirikantaramas A., Burow M., Olsen C., Tohge T., Fricker M.D., Moller B.L., Fernie A.R., Sweetlove L.J., Laxa M. The metabolic response of Arabidopsis roots to oxidative stress is distinct from that of heterotrophic cells in culture and highlights a complex relationship between the levels of transcripts, metabolites, and flux // Mol. Plant. 2009. V. 2. P. 390–406.

18. Araújo W.L., Ishizaki K., Nuñes-Nesi A., Larson T.R., Tohge T., Krahnert I., Witt S., Obata T., Schauer N., Graham I.A., Leaver C.J., Ferniea A.R. Identification of the 2-hydroxyglutarate and isovaleryl-CoA dehydrogenases as alternative electron donors linking lysine catabolism to the electron transport chain of Arabidopsis mitochondria // Plant Cell. 2010. V. 22. P. 1549–1563.

19.Shen W., Wei Y., Dauk M., Tan Y., Taylor D.C., Selvaraj G., Zou J. Involvement of a glycerol-3-phosphate dehydrogenase in modulating the NADH/NAD+ ratio provides evidence of a mitochondrial glycerol-3-phosphate shuttle in Arabidopsis // Plant Cell. 2006. V. 18. P. 422–441.

20.Vartak R., Porras C.A.-M., Bai Y. Respiratory supercomplexes: structure, function and assembly // Protein Cell. 2013. V. 4. P. 582–590.

21.Chance B., Williams G.R. A method for the localization of sites for oxidative phosphorylation // Nature. 1955. V. 176. P. 250–254.

22.Hatefi Y., Haavik A.G., Griffiths D.E. Studies on the electron transfer system. XL. Preparation and properties of mitochondrial DPNH-coenzyme Q reductase // J. Biol. Chem. 1962. V. 237. P. 1676–1680.

23.Hackenbrock C.R., Chazotte B., Gupte S.S. The random collision model and a critical assessment of diffusion and collision in mitochondrial electron transport // J. Bioenerg. Biomembr. 1986. V. 18. P. 331–368.

24.Gupte S.S., Hackenbrock C.R. The role of cytochrome c diffusion in mitochondrial electron transport // J. Biol. Chem. 1988. V. 263. P. 5248–5253.

25.Dudkina N.V., Sunderhaus S., Boekema E.J., Braun H.-P. The higher level of organization of the oxidative phosphorylation system: mitochondrial supercomplexes // J. Bioenerg. Biomembr. 2008. V. 40. P. 419–424.

26.Dudkina N.V., Kouřil R., Peters K., Braun H.-P., Boekema E.J. Structure and function of mitochondrial supercomplexes // Biochim. Biophys. Acta. 2010. V. 1797. P. 664–670.

27.Acín-Pérez R., Fernandez-Silva P., Peleato M.L., Pérez-Martos A., Enríquez J.A. Respiratory active mitochondrial supercomplexes // Mol. Cell. 2008. V. 32. P. 529–539.

28.Eubel H., Heinemeyer J., Sunderhaus S., Braun H.P. Respiratory chain supercomplexes in plant mitochondria // Plant Physiol. Biochem. 2004. V. 42. P. 937–942.

29.Dudkina N.V., Eubel H., Keegstra W., Boekema E.J., Braun H.-P. Structure of a mitochondrial supercomplexes formed by respiratory-chain complexes I and III // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. V. 102. P. 3225–3229.

30.Dudkina N.V., Heinemeyer J., Keegstra W., Boekema E.J., Braun H.P. Structure of dimeric ATP synthase from mitochondria: an angular association of monomers induces the strong curvature of the inner membrane // FEBS Lett. 2005. V. 579. P. 5769–5772.

31.Karuppanapandian T., Moon J.-C., Kim C., Manoharan K., Kim W. Reactive oxygen species in plants: their generation, signal transduction, and scavenging mechanisms // Aust. J. Crop Sci. 2011. V. 5. P. 709–725.

32.Moller I.M. Plant mitochondria and oxidative stress: electron transport, NADPH turnover, and metabolism of reactive oxygen species // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 2001. V. 52. P. 561-591.

33.Eubel H., Braun H., Millar A.H. Blue-native PAGE in plants: a tool in analysis of protein-protein interactions (Review) // Plant Methods. 2005. V. 1. Р. 1–13.

34. Sunderhaus S., Dudkina N.V., Jänsch L., Klodmann J., Heinemeyer J., Perales M., Zabaleta E., Boekema E., Braun H.-P. Carbonic anhydrase subunits form a matrix-exposed domain attached to the membrane arm of mitochondrial complex I in plants // J. Biol. Chem. 2006. V. 281. P. 6482–6488.

35.Chien L.F., Wu Y.C., Chen H.P. Mitochondrial energy metabolism in young bamboo rhizomes from Bambusa oldhamii and Phyllostachys edulis during shooting stage // Plant Physiol. Biochem. 2011. V. 49. P. 449–457.

36.Krause F., Reifschneider N.H., Vocke D., Seelert H., Rexroth S., Dencher N.A. “Respirasome”-like supercomplexes in green leaf mitochondria of spinach // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 48 369–48 375.

37.Pineau B., Mathieu C., Gérard-Hirne C., de Paepe R., Chétrit Ph. Targeting the NAD7 subunit to mitochondria restores a functional complex I and a wild type phenotype in the Nicotiana sylvestris CMS II mutant lacking nad7 // J. Biol. Chem. 2005. V. 280. P. 25 994–26 001.

38.Taylor N.L., Heazlewood J.L., Day D.A., Millar A.H. Differential impact of environmental stresses on the pea mitochondrial proteome // Mol. Cell. Proteomics. 2005. V. 4. P. 1122–1133.

39.Arteni A.A., Nowaczyk M., Lax J., Kouřil R., Rögner M., Boekema E.J. Single particle electron microscopy in combination with mass spectrometry to investigate novel complexes of membrane proteins // J. Struct. Biol. 2005. V. 149. P. 325–331.

40.Zhang M., Mileykovskaya E., Dowhan W. Gluing the respiratory chain together. Cardiolipin is required for supercomplex formation in the inner mitochondrial membrane // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 43 553–43 556.

41.Pfeiffer K., Gohil V., Stuart R.A., Hunte C., Brandt U., Greenberg M.L., Schägger H. Cardiolipin stabilizes respiratory chain supercomplexes // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 52 873–52 880.

42.Jänsch L., Kruft V., Schmitz U.K., Braun H.P. New insights into the composition, molecular mass and stoichiometry of the protein complexes of plant mitochondria // Plant J. 1996. V. 9. P. 357–368.

43.Sabar M., Balk J., Leaver C.J. Histochemical staining and quantification of plant mitochondrial respiratory chain complexes using blue-native polyacrylamide gel electrophoresis // Plant J. 2005. V. 44. P. 893–901.

44.Schägger H. Respiratory chain supercomplexes // Int. Union Biochem. Mol. Biol. Life. 2001. V. 52. P. 119–128.

45.Moreno-Lastres D., Fontanesi F., García-Consuegra I., Martín M.A., Arenas J., Barrientos A., Ugalde C. Mitochondrial complex I plays an essential role in human respirasome assembly // Cell Metab. 2012. V. 15. P. 324–335.

46.Arnold I., Pfeiffer K., Neupert W., Stuart R.A., Schägger H. Yeast mitochondrial F1F0-ATP synthase exists as a dimer: identification of three dimer-specific subunits // EMBO J. 1998. V. 17. P. 7170–7178.

47.Boekema E.J., Braun H.-P. Supramolecular structure of the mitochondrial oxidative phosphorylation system // J. Biol. Chem. 2007. V. 282. P. 1–4.

48.Wagner K., Perschil I., Fichter C.D., van der Laan M. Stepwise assembly of dimeric F1F0-ATP synthase in mitochondria involves the small F0-subunits k and i // Mol. Biol. Cell. 2010. V. 21. P. 1494–1504.

49.Paumard P., Vaillier J., Coulary B., Schaeffer J., Soubannier V., Mueller D.M., Brethes D., di Rago J.P., Velours J. The ATP synthase is involved in generating mitochondrial cristae morphology // EMBO J. 2002. V. 21. P. 221–230.

50.Giraud M.F., Paumard P., Soubannier V., Vaillier J., Arselin G., Salin B., Schaeffer J., Brethes D., di Rago P., Velours J. Is there a relationship between the supramolecular organization of the mitochondrial ATP synthase and the formation of cristae? // Biochim. Biophys. Acta. 2002. V. 1555. P. 174–180.

51.Dudkina N.V., Oostergetel G.T., Lewejohann D., Braun H.-P., Boekema E.J. Row-like organization of ATP synthase in intact mitochondria determined by cryo-electron tomography // Biochim. Biophys. Acta. 2010. V. 1797. P. 272–277.

52.Davies K.M., Anselmi C., Wittig I., Faraldo-Gómez J.D., Kühlbrandt W. Structure of the yeast F1F0-ATP synthase dimer and its role in shaping the mitochondrial cristae // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2012. V. 109. P. 13 602–13 607.

53.Devenish R.J., Prescott M., Rodgers A.J. The structure and function of mitochondrial F1F0-ATP synthases // Int. Rev. Cell Mol. Biol. 2008. V. 267. P. 1‒58.

54.Krause F., Reifschneider N.H., Goto S., Dencher N.A. Active oligomeric ATP synthases in mammalian mitochondria // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2005. V. 329. P. 583–590.

55.Dudkina N.V., Sunderhaus S., Braun H.P., Boekema E.J. Characterization of dimeric ATP synthase and cristae membrane ultrastructure from Saccharomyces and Polytomella mitochondria // FEBS Lett. 2006. V. 580. P. 3427–3432.

56.Strauss M., Hofhaus G., Schröder R.R., Kühlbrandt W. Dimer ribbons of ATP synthase shape the inner mitochondrial membrane // EMBO J. 2008. V. 27. P. 1154–1160.

57.Wittig I., Carrozzo R., Santorelli F.M., Schägger H. Supercomplexes and subcomplexes of mitochondrial oxidative phosphorylation // Biochim. Biophys. Acta. 2006. V. 1757. P. 1066–1072.

58.Bultema J.B., Braun H.P., Boekema E.J., Kouřil R. Megacomplex organization of the oxidative phosphorylation system by structural analysis of respiratory supercomplexes from potato // Biochim. Biophys. Acta. 2009. V. 1767. P. 60–67.

59.Fleischer S., Rouser G., Fleischer B., Casu A., Kritchevsky G. Lipid composition of mitochondria from bovine heart, liver, and kidney // J. Lipid Res. 1967. V. 8. P. 170–180.

60.Barth P.G., Scholte H.R., Berden J.A., van der Klei-Van Moorsel J.M., Luyt-Houwen I.E., van Veer-Korthof E.T., van der Harten J.J., Sobotka-Plojhar M.A. An X-linked mitochondrial disease affecting cardiac muscle, skeletal muscle and neutrophil leucocytes // J. Neurol. Sci. 1983. V. 62. P. 327–355.

61.Gohil V.M., Hayes P., Matsuyama S., Schägger H., Schlame M., Greenberg M.L. Cardiolipin biosynthesis and mitochondrial respiratory chain function are interdependent // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 42 612–42 618.

62.Микельсаар X., Северина И.И., Скулачев В.П. Фосфолипиды и окислительное фосфорилирование // Успехи соврем. биологии. 1974. Т. 78. C. 348–370.

63.Pineau B., Bourge M., Marion J., Mauve C., Gilard F., Satiat-Jeune-Maitre B., Brown S.C., de Paepe R., Danon A. The importance of cardiolipin synthase for mitochondrial ultrastructure, respiratory function, plant development, and stress responses in Arabidopsis // Plant Cell. 2013. V. 25. P. 4195-4208.

64.Böttinger L., Horvath S.E., Kleinschroth T., Hunte C., Daum G., Pfanner N., Becker T. Phosphatidylethanolamine and cardiolipin differentially affect the stability of mitochondrial respiratory chain supercomplexes // J. Mol. Biol. 2012. V. 423. P. 677–686.

65.Strogolova V., Furness A., Robb-McGrath M., Garlich J., Stuart R.A. Rcf1 and Rcf2, members of the hypoxia-induced gene 1 protein family, are critical components of the mitochondrial cytochrome bc1-cytochrome c oxidase supercomplex // Mol. Cell. Biol. 2012. V. 32. P. 1363–1373.

66.Chen Y.C., Taylor E.B., Dephoure N., Heo J.M., Tonhato A., Papandreou I., Nath N., Denko N.C., Gygi S.P., Rutter J. Identification of a protein mediating respiratory supercomplex stability // Cell Metab. 2012. V. 15. P. 348–360.

67.Lapuente-Brun E., Moreno-Loshuertos R., Acín-Pérez R., Latorre-Pellicer A., Colás C., Balsa E., Perales-Clemente E., Quirós P.M., Calvo E., Rodríguez-Hernández M.A., Navas P., Cruz R., Carracedo Á., López-Otín C., Pérez-Martos A., Fernández-Silva P., Fernández-Vizarra E., Enríquez J.A. Supercomplex assembly determines electron flux in the mitochondrial electron transport chain // Science. 2013. V. 340. P. 1567–1570.

68.Chen X.J. Sal1p, a calcium-dependent carrier protein that suppresses an essential cellular function associated with the Aac2 isoform of ADP/ATP translocase in Saccharomyces cerevisiae // Genetics. 2004. V. 167. P. 607–617.

69.Dienhart M.K., Stuart R.A. The yeast Aac2 protein exists in physical association with the cytochrome bc1-COX supercomplex and the TIM23 machinery // Mol. Biol. Cell. 2008. V. 19. P. 3934–3943.

70.Kondakova M.A., Ukolova I.V., Voinikov V.K., Borovskii G.B. Dehydrin association with supercomplexes of pea seedlings mitochondria under hypothermia // J. Stress Physiol. Biochem. 2013. V. 9. P. 279‒288.

71.Winge D.R. Sealing the mitochondrial respirasome // Mol. Cell. Biol. 2012. V. 32. P. 2647–2652.

72.Diaz F., Fukui H., Garcia S., Moraes C.T. Cytochrome c oxidase is required for the assembly/stability of respiratory complex I in mouse fibroblasts // Mol. Cell Biol. 2006. V. 26. P. 4872–4881.

73.Ramírez-Aguilar S.J., Keuthe M., Rocha M., Fedyaev V.V., Kramp K., Gupta K.J., Rasmusson A.G., Schulze W.X., van Dongen J.T. The composition of plant mitochondrial supercomplexes changes with oxygen availability // J. Biol. Chem. 2011. V. 286. P. 43 045‒43 053.

74.Ugalde C., Janssen R.J., van den Heuvel L.P., Smeitink J.A., Nijtmans L.G.J. Differences in assembly or stability of complex I and other mitochondrial OXPHOS complexes in inherited complex I deficiency // Hum. Mol. Genet. 2004. V. 13. P. 659–667.

75.Blakely E.L., Mitchell A.L., Fisher N., Meunier B., Nijtmans L.G., Schaefer A.M., Jackson M.J., Turnbull D.M., Taylor R.W. A mitochondrial cytochrome b mutation causing severe respiration chain enzyme deficiency in humans and yeast // FEBS J. 2005. V. 14. P. 3583–3592.

76.Acín-Pérez R., Bayona-Bafaluy M., Fernández-Silva P., Moreno-Loshuertos R., Pérez-Martos A., Bruno C., Moraes C., Enríquez J. Respiratory complex III is required to maintain complex I in mammalian mitochondria // Mol. Cell. 2004. V. 13. P. 805–815.

77.Heinemeyer J., Braun H.P., Boekema E.J., Kouril R. A structural model of the cytochrome c reductase/oxidase supercomplex from yeast mitochondria // J. Biol. Chem. 2007. V. 282. P. 12 240–12 248.

78.Schäfer E., Dencher N.A., Vonck J., Parcej D.N. Three-dimensional structure of the respiratory chain supercomplex I1III2IV1 from bovine heart mitochondria // Biochemistry. 2007. V. 46. P. 12 579–12 585.

79.Lenaz G., Genova M.L. Kinetics of integrated electron transfer in the mitochondrial respiratory chain: random collisions vs. solid state electron channeling // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2007. V. 292. P. 1221–1239.

80.Blokhina O., Fagerstedt K.V. Reactive oxygen species and nitric oxide in plant mitochondria: origin and redundant regulatory systems // Physiol. Plant. 2010. V. 138. P. 447–462.

81.Maranzana E., Barbero G., Falasca A.I., Lenaz G., Genova M.L. Mitochondrial respiratory supercomplex association limits production of reactive oxygen species from complex I // Antioxid. Redox Signal. 2013. V. 19. P. 1469‒1480.

82. Lenaz G., Baracca A., Barbero G., Bergamini Ch., Dalmonte M.E., del Sole M., Faccioli M., Falasca A., Fatoa R., Genova M.L., Sgarbi G., Solaini G. Mitochondrial respiratory chain super-complex I–III in physiology and pathology // Biochim. Biophys. Acta. 2010. V. 1797. P. 633–640.

83.Gupta K.J., Zabalza A., van Dongen J.T. Regulation of respiration when the oxygen availability changes // Physiol. Plant. 2009. V. 137. P. 383‒391.

84.Orij R., Postmus J., Ter Beek A., Brul S., Smits G.J. In vivo measurement of cytosolic and mitochondrial pH using a pH-sensitive GFP derivative in Saccharomyces cerevisiae reveals a relation between intracellular pH and growth // Microbiology. 2009. V. 155. P. 268‒278.

85.Sunderhaus S., Klodmann J., Lenz C., Braun H.-P. Supramolecular structure of the OXPHOS system in highly thermogenic tissue of Arum maculatum // Plant Physiol. Biochem. 2010. V. 48. P. 265‒272.

86.Millar A.H., Trend A.E., Heazlewood J.L. Changes in the mitochondrial proteome during the anoxia to air transition in rice focus around cytochrome-containing respiratory complexes // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 39 471–39 478.

ПОДПИСИ К РИСУНКАМ

 

Рис. 1. Варианты дыхательных комплексов и суперкомплексов ЭТЦ растений. Отдельные комплексы сосуществуют с суперкомплексами. I, III, IV  дыхательные комплексы; F1 и F0 – компоненты АТФазы.

 

Рис. 2. Структурная схема растительного суперкомплекса I + III2 внутри мембранной плоскости. 

ММП  межмембранное пространство.

 

Рис. 3. Роль минорных субъединиц в формировании димера АТФ-синтазы.

е, g, k  минорные субъединицы; i  субъединица, являющаяся частью мономера АТФ-синтазы.

 

Рис. 4. Мембранные кристы, индуцированные АТФ-синтазными димерами и олигомерами.

а – димерная структура, б – олигомерная структура.

 

Рис. 5. Схематическая модель организации дыхательных комплексов в мегакомплексы.

Основной единицей (справа) является структура из двух комплексов I, одного димерного комплекса III2 и двух комплексов IV. Ассоциация основных единиц в мегакомплекс осуществляется через комплекс IV.